抗氧化材料、防劣化剂和食品或饮料的制作方法

专利名称：抗氧化材料、防劣化剂和食品或饮料的制作方法
技术领域：
本发明涉及一种抗氧化材料、防劣化剂和含有所述抗氧化材料或防劣化剂的食品或饮料。
背景技术：
迄今已知可通过使用斋藤曲霉(Aspergillus saitoi)对至少一种选自柠檬的皮、瓣膜(segment membrane)和果肉的发酵原材料进行微生物发酵处理得到发酵柠檬(参见专利文献1)。所述发酵柠檬可通过对由发酵原材料中所含的橙皮苷(hesperidin)进行微生物转化而产生8-羟基橙皮素(8-hydroxyhesperetin)的反应制得。所述发酵柠檬表现出高抗氧化性能，并能容易地促进柠檬利用的扩大化和有效利用柠檬。作为选择，专利文献2公开了通过使用黑曲霉(Aspergillus niger)或泡盛曲霉(Aspergillusawamori)对含有柠檬果实或其部分的发酵原材料进行微生物发酵处理而得到的发酵柠檬。
日本特开2002-355004号公报[专利文献2]日本特开2003-102429号公报发明内容本发明人通过深入研究开发了一种抗氧化材料，所述材料显示出的抗氧化效果比传统发酵柠檬预期效果更好，并因此实现了本发明。本发明的第一个目的是提供容易显示出高抗氧化作用的抗氧化材料和容易显示出高防劣化效果的防劣化剂。本发明的第二个目的是提供容易显示出高抗氧化作用和防劣化效果的食品或饮料。
为实现第一个目的，本发明的一个方面提供了一种含有黄酮苷元(flavonoid aglycon/aglycone)和维生素C的抗氧化材料。黄酮苷元是对含衍生于柠檬、酸柠檬(lime)或酸橘(sudachi)的黄酮苷的原材料进行用于形成苷元的处理(苷元化处理)而得到的圣草酚和/或地奥亭(diosmetin)。
为实现第一个目的，本发明的一个可供选择的方面提供了一种含有黄酮苷元的抗氧化材料。所述黄酮苷元是通过使用衍生于多色青霉(Penicillium multicolor)的β-糖苷酶对含衍生于柠檬、酸柠檬或酸橘的黄酮苷的原材料进行糖苷酶处理而得到的圣草酚和/或地奥亭。
为实现第一个目的，本发明的另一个可供选择的方面提供了一种含所述抗氧化材料的防劣化剂。
为实现第二个目的，本发明的再一个可供选择的方面提供了一种含有所述抗氧化材料或防劣化剂的食品或饮料。


图1是显示在本发明实施例1中圣草次苷(eriocitrin)等的浓度变化的曲线图；图2是显示实施例1中圣草次苷等的浓度变化的曲线图；图3是显示实施例1中地奥司明(diosmin)等的浓度变化的曲线图；图4是显示实施例1中地奥司明等的浓度变化的曲线图；图5是显示实施例1中圣草次苷等的浓度变化的曲线图；图6是显示实施例1中地奥司明等的浓度变化的曲线图。
具体实施例方式
下文提供了本发明一个实施方案的详细解释。
所述实施方案的抗氧化材料含有衍生于柑橘类植物，比如柠檬、酸柠檬或酸橘等的黄酮苷元(在下文中，称为苷元)和维生素C作为有效成分。所述抗氧化材料通过苷元和维生素C的协同作用表现出有用的效果，例如，非常高的抗氧化作用和防劣化作用。所述苷元是通过对含有衍生于柑橘类植物的黄酮苷的原材料进行苷元化处理而得到的。
优选的是，通过将由苷元化处理所得的苷元与维生素C进行混合的混合步骤制造所述抗氧化材料。然而，当所述原料中的维生素C含量与在柠檬果实中一样高，并且由所述苷元化处理导致的维生素C的减少可以得到抑制时，就没太大必要实施所述混合步骤。即，所述抗氧化剂需要含有的维生素C含量是至少能被本领域公知的检测仪器检测到的量，并且优选所述抗氧化剂包含的维生素C是在混合步骤中混入的维生素C。在制备所述抗氧化剂的方法中，除对黄酮苷进行苷元化处理的步骤和混合步骤外，也可进行加工步骤(例如，稀释、浓缩、抽提、纯化和干燥步骤)。
所述抗氧化材料含有表现出高抗氧化作用的所述有效成分。所述抗氧化材料例如能够通过抑制由活性氧引起的生物构成成分的氧化变性而发挥出增进健康的极好效果。所述抗氧化材料包含在例如食品或饮料(健康食品)、药品、准药品和化妆品中使用。此外，所述抗氧化材料能有效抑制产品的各种劣化，例如，油脂氧化劣化、香料成分劣化、色素分解和色素褪色等。因为所述抗氧化材料包含表现出高抗氧化作用的所述有效成分，所以特别优选将该抗氧化材料包含在诸如健康食品等的食品或饮料中使用。所述食品或饮料包括饮料产品或食品，例如运动饮料(等渗饮料)、茶类饮料、茶叶、草药、乳制品(例如，牛奶和酸奶)、含胶凝剂(所述胶凝剂例如为果胶和角叉菜胶)的食品、赋形剂(例如，乳糖和糊精)、香料、甜味剂和油脂。所述食品或饮料能被加工成例如片剂、粉剂、颗粒剂或胶囊剂等各种形状进行利用，也能被用作糖浆或糖果。
将圣草酚和/或地奥亭用作所述苷元。优选使用圣草酚，因为它可表现出高抗氧化作用。所述苷元可以通过对包含柑橘类的叶或果实或果实成分的原材料中所含有的黄酮苷进行苷元化处理而制得。在黄酮苷的结构中，苷元和糖通过糖苷键结合。即，苷元通过酶反应(糖苷酶反应)生成(释放)，所述酶反应切断黄酮苷的糖苷键。在所述酶反应中，糖同时作为副产品生成(释放)。
任何包含柑橘类的叶或果实或一部分果实成分的物质都可以用作原材料。优选使用从除柑橘类的果汁以外的成分中提取的黄酮苷提取物。作为选择，柑橘类的果汁或从提取物中纯化(分离)的黄酮苷也可用作原材料。作为用于得到提取物的溶剂，优选使用亲水性溶剂例如水、醇(甲醇或乙醇)和含水醇类。进一步优选使用甲醇、其水溶液、或水，更进一步优选使用水，因为水可以以低廉的价格获得。柑橘类的果实主要由果汁、果皮(白色内皮和外皮)、瓣膜和果肉组成。因为柑橘类的叶和果实的苷元含量少于0.01重量％，所以它们几乎不含有所述苷元。另外，出于节省生产原材料所需时间和容易促进柑橘类的果实的有效利用的原因，最优选使用果汁已被榨取的柑橘类果实的榨汁残渣或其提取物作为原材料。所述榨汁残渣包括果皮(白色内皮和外皮)、瓣膜、一部分果肉和极少量未被榨取的果汁，并尤其含有大量黄酮苷。
所述黄酮苷的结构中，苷元和单糖或二糖通过糖苷键结合。所述黄酮苷的例子包括圣草次苷或圣草酚-7-糖苷，其是由圣草酚和芸香糖(L-鼠李糖苷-D-葡萄糖)构成的糖苷；地奥司明或地奥亭-7-糖苷，其是由地奥亭和芸香糖构成的糖苷；6，8-二-C-β-葡基地奥司明(DGD)或6-C-β葡基地奥司明(GD)，其是由地奥亭和葡萄糖构成的糖苷。所述黄酮苷具有高抗氧化作用。另一方面，所述苷元包括圣草酚或地奥亭。所述苷元具有较黄酮苷显著提高的高抗氧化作用和体内吸收性。在所述两种苷元中，圣草酚表现出特别高的抗氧化作用，而更优选使用。
当对含有大量维生素C的原材料进行苷元化处理时，苷元化处理几乎不降低维生素C的含量，因而该维生素C可残留在抗氧化材料中。因此，当使用含维生素C的果实、黄酮苷粗纯化物或果汁进行苷元化处理时，无需进行将单独制备的维生素C与苷元混合的混合步骤，所得苷元即可表现出与维生素C一起的协同作用。在这种情况下，应优选直接对柑橘类的果实进行苷元化处理。也优选对黄酮苷粗纯化物进行苷元化处理，或优选对由果实或添加有果汁的黄酮苷粗纯化物组成的原材料进行苷元化处理。相反，当需要高纯度苷元时，优选对高度纯化的高纯度黄酮苷进行苷元化处理。
苷元化处理方法包括微生物发酵处理或糖苷酶处理。
微生物发酵处理是通过给原材料接种曲霉(Aspergillus)属微生物并将该微生物在指定发酵条件下培养指定时间而进行的处理。所述微生物发酵处理通过由微生物(特别是营养菌丝)产生的β-糖苷酶从黄酮苷中释放出苷元。所述微生物的例子包括黑曲霉类和黄曲霉类。黑曲霉类的例子包括斋藤曲霉、黑曲霉和泡盛曲霉。黄曲霉类的例子包括米曲霉(Aspergillus oryzae)、酱油曲霉(Aspergillus sojae)和溜曲霉(Aspergillustamarii)。在所述微生物中，因其具有优异的苷元转化反应效率，所以优选使用黑曲霉类，特别优选使用黑曲霉或泡盛曲霉。
原材料接种微生物的方法包括直接将微生物孢子撒布并附着在原材料上的方法。作为选择，如下接种方法也是可以的。该接种方法如下完成预先将含有该微生物的培养基在有氧条件下振荡培养进行预培养处理。随后将所述预培养处理后的培养基撒布、附着于整个原材料。作为选择，可将原材料浸入预培养后的培养基；由此进行所述接种。所述微生物发酵处理在有氧条件下非常容易进行。因此，在微生物发酵处理中优选使用宽底的浅培养容器，例如，具有闭合底部的培养皿。优选地，将原材料均匀放置铺展在培养容器的内底面。发酵温度优选为10℃至40℃，更优选为20℃至40℃，因为这是微生物生长的适当条件。优选所述微生物发酵处理在黑暗中进行，因为这是微生物生长的适当条件。
为了进一步特异和高效地进行苷元化处理，优选对所述微生物发酵处理的条件作如下调整。所述微生物发酵处理在β-糖苷酶活性高和其他酶(例如，水解酶)活性低的状态下以曲霉属微生物的营养菌丝来进行。所述条件主要包括发酵期。用于得到大量苷元的发酵期优选在微生物的营养菌丝完成孢子形成前终止，更优选在孢子形成过程中的某一时间点终止，更进一步优选在开始形成孢子时终止。当进行预培养处理时，发酵期优选为2天至12天，更优选为2天至8天，更进一步优选为3天至7天。如果所述发酵期少于2天时，不能生成足够量的苷元。另一方面，如果发酵期超过12天，生成的苷元会分解或被修饰，导致苷元产量降低。当不进行预培养处理时，发酵期优选为1至3周，更优选为1至2周。
对于由微生物发酵处理得到的发酵产物，因为发酵会导致其纤维质分解，所以所述发酵产物非常脆弱并容易破碎。所述发酵产物中存在例如因为发酵仍在进行而导致其纤维质未充分分解的未发酵原材料等固体成分，以及在发酵期间生成的接种菌株的菌丝体。固体成分的体积大约为微生物发酵处理前的原材料的体积的十分之一。
当对所述发酵产物中的苷元进行纯化时，先进行用于除去主要由接种微生物和未发酵原材料组成的固体成分的固体成分去除处理。所述固体成分去除处理是通过将包含固体成分的发酵产物浸入极性溶剂以便将苷元转移并抽提到该溶剂中的处理方法。然后使用滤网、粗筛网等过滤该溶剂。作为选择，所述固体成分去除处理是通过对溶液进行轻度离心分离(例如，在2000×g离心约30分钟)来去除固体成分的处理方法。当发酵产物在极性溶剂中抽提时，抽提温度优选为室温(25℃)，抽提时间优选为2个小时以上，以实现高抽提效率。
作为极性溶剂，优选使用甲醇、乙醇、它们的水溶液或水。作为选择，也可使用低级醇(例如，丁醇和异丙醇)或者其水溶液作为极性溶剂。优选使用甲醇、其水溶液或水作为所述极性溶剂，因为这样处理大量发酵产物所需的成本低。最优选使用水，因为纯化成本低。为了杀灭微生物以终止微生物发酵，优选使用甲醇、乙醇或其高浓度(例如，20体积％以上)水溶液。
另外，用于分离和除去主要由发酵产物中所含果胶组成的水溶性纤维成分的纤维成分去除处理可在固体成分去除处理后进行。所述纤维成分去除处理是通过对经过固体成分去除处理后的发酵产物进行离心，使水溶性纤维成分沉淀到离心试管等的内底部的处理。在所述纤维成分去除处理中，发酵产物在使用甲醇和乙醇为极性溶剂时，以11000×g、约20分钟的离心力进行离心。另外，当使用水或水溶液作为极性溶剂时，发酵产物使用比上述离心力更强的离心力进行离心。
另一方面，糖苷酶处理是通过β-糖苷酶对原材料的作用进行酶反应的处理方法，其中所述酶反应切断原材料所含黄酮苷的糖苷键。在所述酶反应中，苷元以及作为副产品的糖由原材料中的黄酮苷生成。在所述糖苷酶处理中，优选通过将β-糖苷酶添加到除了果汁以外的柑橘类果实的成分的提取物(抽提溶液)中或柑橘类的果汁中进行酶反应，以提高处理效率。作为选择，在所述糖苷酶处理中，所述酶反应可通过使具有酶活性的固定有β-糖苷酶的载体与果汁或者提取物相接触而进行。柑橘类的果汁的浓缩液或稀释液可用作上述柑橘类的果汁。
优选使用由曲霉属微生物产生的β-糖苷酶(在下文中，称为第一糖苷酶)或由多色青霉产生的β-糖苷酶(在下文中，称为第二糖苷酶)作为上述β-糖苷酶。
第一糖苷酶是糖苷水解酶(葡糖苷酶(heterosidase))，并具有切断构成黄酮苷的苷元和D-葡萄糖之间的β-1，6键的酶活性。第一糖苷酶例如与作为底物的糖苷——对硝基苯-β-D-吡喃葡萄糖苷(pNPG)反应时，也具有释放对硝基苯酚(pNP)的酶活性。
作为第一糖苷酶，可使用由以下方法得到的纯化的任何酶以曲霉属微生物的培养上清液或菌体(营养菌丝或孢子)破坏物作为起始原料，利用所述底物分解时pNP产生的颜色作为标记，在该条件下进行纯化。作为选择，最简便的是直接使用曲霉属微生物的培养上清液，或直接使用将所述微生物的菌体破坏然后去除了不溶物质的菌体破碎物。当将培养上清液用于糖苷酶处理中时，特别优选使用衍生于泡盛曲霉、Aspergillus shirousamii或日本曲霉(Aspergillus japonicus)的第一糖苷酶，因为其在上述任一种培养上清液中均具有明显较高的活性。最优选使用在曲霉属微生物开始孢子形成时的培养上清液或菌体破坏物，因为此时第一糖苷酶的活性显著较高。优选使用在具有高含量黄酮苷的培养基中成长的菌体，优选所述培养基为无糖培养基。
在使用第一糖苷酶的糖苷酶处理中，处理温度优选在10℃至60℃，更优选在20℃至40℃，更进一步优选在30℃至40℃，因为这样易于提高第一糖苷酶的活性。处理时间优选为1至24小时，更优选为1至12小时，更进一步优选为2至6个小时。虽然在糖苷酶处理时pH优选为2至9，更优选为4至8，更进一步优选为5至6，但该pH也可落在例如柑橘类的果汁和榨汁残渣的溶液所显示的pH范围(大约为pH 2.5至3.5)内。
第二糖苷酶是糖苷水解酶，并具有切断构成黄酮苷的苷元和D-葡萄糖间的β-1，6键的酶活性。第二糖苷酶也具有以下的酶活性从圣草次苷生成圣草酚-7-糖苷，并随后生成圣草酚，以及从地奥司明生成地奥亭-7-糖苷，并随后生成地奥亭。即，第二糖苷酶具有能切断L-鼠李糖和D-葡萄糖之间的β-1，6键的芸香糖分解酶的性质。此外，第二糖苷酶例如与作为底物的糖苷——对硝基苯基-β-樱草糖苷(pNPP)反应时，具有释放pNP的酶活性。
作为第二糖苷酶，可使用由以下方法得到的纯化的任何酶以多色青霉的培养上清液或菌体的破坏物作为起始材料，利用底物pNPP分解时pNP产生的颜色作为标记，在该条件下进行纯化。作为选择，最简便的是直接使用多色青霉的培养上清液，或直接使用将所述微生物(多色青霉)的菌体破坏然后去除了不溶物质的菌体破坏物。优选使用在具有高含量底物或黄酮苷的培养基中成长的菌体，优选所述培养基为无糖培养基。
在使用第二糖苷酶的糖苷酶处理中，处理温度优选在10℃至70℃，进一步优选在40℃至60℃，因为这样易于提高第二糖苷酶的活性。考虑到该酶的温度稳定性，处理温度最优选在50℃左右，此时可最有效率地得到最稳定的处理效果。处理时间优选为0.2至24小时，更优选为0.5至2小时。虽然在糖苷酶处理时pH优选为2至9，更优选为4至8，更进一步优选为6至8，但pH也可落在例如柑橘类的果汁和榨汁残渣溶液所显示的pH范围(大约为pH 2.5至3.5)内。
当第一和第二糖苷酶加入到原材料中时，优选在完成糖苷酶处理后将糖苷酶灭活或去除。另一方面，具有高含量的苷元的抗氧化材料可以很容易地通过在上述苷元化处理前预先使用吸附剂纯化(浓缩)黄酮苷而获得。优选地，可使用例如Organo生产的Amberlite(安伯来特)XAD等合成吸附剂作为所述吸附剂。作为选择，具有高含量的苷元的抗氧化材料可以很容易地通过在苷元化处理后使用吸附剂纯化(浓缩)黄酮苷而获得。所进行的使用吸附剂的纯化可用于回收因酶处理不充分而存在于抗氧化材料中的黄酮苷。此外，使用吸附剂的纯化还具有可有效去除原材料中的杂质的优点。
作为实施方案的食品或饮料，第一类食品或饮料(健康食品)含有所述抗氧化材料。该抗氧化材料的有效成分即苷元和维生素C表现出高抗氧化作用。因此，第一类食品或饮料表现出例如通过抑制由活性氧引起的生物构成成分的氧化变性而促进健康的极好效果。优选每天多次(2至3次或多于3次)口服摄取第一类食品或饮料。特别优选在可能暴露于氧化应激的状态下摄取第一类食品或饮料，比如剧烈运动前后、暴露于应激状态下时和吸烟前后。
当成人摄取第一类食品或饮料时，优选每天摄取0.1g至10g苷元，更优选为0.5g至2g。在第一类食品或饮料中，如果苷元的摄取量少于每天0.1g，则有效成分的抗氧化作用可能得不到有效增强。另一方面，苷元的摄取量超过10g是不经济的。对于儿童，苷元的摄取量主要根据他们的体重进行调整，作为指导量，可使用所述成人量的一半。同样，当成人摄取第一类食品或饮料时，优选每天摄取0.1g至10g的维生素C，更优选为0.1g至2g。在第一类食品或饮料中，如果维生素C的摄取量少于每天0.1g，则有效成分的抗氧化作用可能得不到有效增强。另一方面，维生素C的摄取量超过10g是不经济的。此外，第一类食品或饮料中含有的维生素C的浓度优选为10ppm以上，更优选为100ppm至0.5重量％，更进一步优选为1000ppm至0.3重量％。如果浓度低于10ppm，维生素C不能有效地产生与苷元的协同作用，然而使用浓度超过0.5重量％的维生素C是不经济的。
在实施方案的防劣化剂中含有所述抗氧化材料。该抗氧化材料的有效成分即苷元和维生素C表现出极好的防劣化效果。因此，该防劣化剂可有效抑制多种产品的劣化，例如，油脂的氧化劣化、香料成分的劣化、色素分解和色素褪色等。所述防劣化剂可用作油脂的防氧化劣化剂，防止植物油、鱼油等的热劣化和氧化劣化。此外，所述防劣化剂可用作香料成分的防劣化剂，防止香料成分的热劣化和氧化劣化。所述防劣化剂也可用作色素的防褪色剂，防止天然色素的热劣化和光劣化。
作为实施方案的食品或饮料，第二类食品或饮料包含防劣化剂，并且其保存性通过有效成分而得到增强。第二类食品或饮料可通过将维生素C加入到例如含有苷元的食品或饮料或其材料中生产制得，相反，也可通过将苷元加入到例如含有维生素C的食品或饮料或其材料中生产制得。第二类食品或饮料包括油脂制品、香料制品和添加有色素的制品。第二类食品或饮料中苷元含量优选为10ppm以上，更优选为100ppm至0.5重量％，更进一步优选为1000ppm至0.3重量％。如果该含量少于10ppm，则第二类食品或饮料不能具有足够的防劣化效果，然而，使用的苷元含量超过0.5重量％是不经济的，且可明显改变食品或饮料的风味。另一方面，第二类食品或饮料中维生素C含量与第一类食品或饮料相同。
该实施方案所产生的效果将在下文中得到描述。
实施方案的抗氧化材料包含作为有效成分的衍生于柑橘类植物的苷元和维生素C。因此，所述氧化材料因其有效成分所产生的高抗氧化作用而具有广泛用途，例如，可用于健康食品、药品、准药品、化妆品、抗氧化剂和活性氧清除剂等。在上下文中，所述苷元表现出特别是在口服摄取时的优异体内吸收性，以及高抗氧化作用，并因此易于表现出增进健康的极好效果。当所述抗氧化材料包含在药品、准药品或化妆品中使用时，每天摄取、施用或使用的苷元和维生素C的量优选与上述食品或饮料的情况中的摄取量相同。所述抗氧化材料同样也可以有效抑制油脂的氧化劣化、香料的香料成分劣化和色素的分解或褪色。因此，所述抗氧化材料可以加入到含有油脂、香料成分或色素的食品或饮料中，因而可以很容易地提高所述食品或饮料的保存性。此外，所述抗氧化材料本身具有抑制热劣化和光劣化的双重作用，因此是非常有用和经济的。
特别地，当抗氧化材料和食品或饮料中的维生素C含量高于柑橘类的果汁中维生素C的含量而不低于500ppm，更优选为不低于1000ppm时，抗氧化作用可以很容易地得到协同性的增强。通常，维生素C也包含在含有黄酮苷的原材料中，但在苷元纯化过程中会被去除。因此，可以将维生素C与经纯化的苷元混合，由此产生显著高的抗氧化作用。
通过对衍生于柑橘类的黄酮苷进行苷元化处理(糖苷酶处理或微生物发酵处理)，可以容易且适当地得到苷元。在糖苷酶处理中，通过使用衍生于多色青霉的第二糖苷酶可以由黄酮苷非常高效地生成苷元。即，与市售的酶(本领域已知的酶)相比，第二糖苷酶对柠檬、酸柠檬和酸橘中高含量的特定黄酮苷(圣草次苷或地奥司明)具有显著较高的底物特异性和酶反应活性。因此，第二糖苷酶可非常高效地产生苷元。据此原因，使用第二糖苷酶易于提高从黄酮苷到苷元的转化率。因此，可容易地大量生产所述苷元。此外，可容易地降低生产成本。
另一方面，在使用上述传统发酵柠檬的微生物发酵处理中，橙皮苷(糖苷)被水解为橙皮素(苷元)。此后，伴随发酵处理的持续，将进行把羟基添加到橙皮素上的修饰反应。因此，在用于生产传统发酵柠檬的微生物发酵处理的条件下，很可能导致针对除橙皮苷以外的黄酮苷的不确定反应，比如，类似的修饰反应和分解该糖苷的反应。因此，很难得到高产量的目标苷元。与之相比，在本实施方案中，通过将曲霉属微生物的孢子或菌丝接种到原材料来引发微生物发酵处理，并且该微生物发酵处理在微生物完成随后的孢子形成以前终止。因此，在本实施方案中，可容易地进行主要通过该微生物的营养菌丝发生的微生物转化。因此，通过在进行水解反应等修饰反应或分解反应前终止所述的微生物发酵处理，可容易地制得高产量的苷元。通常，几乎不可能仅仅通过柑橘类的果实的榨汁或通过对该果实的抽提生成苷元。此外，几乎不可能通过除了所述的苷元化处理以外的其他加工步骤产生苷元。
与使用柑橘类的果汁相比，通过使用柑橘类的果实榨汁之后的榨汁残留物可非常容易地得到大量黄酮苷。作为选择，与使用柑橘类的果汁相比，将从榨汁残留物中提取得到的黄酮苷提取物用作含黄酮苷的原材料，可非常容易地制得大量黄酮苷。因为在例如生产含柑橘类的果汁的饮料时，大量榨汁残留物被丢弃，所以榨汁残留物可以以非常低的价格获得。此外，考虑到食品回收法，更优选使用果实的榨汁残留物。
第二类食品或饮料因抗氧化材料中的有效成分产生的极好的防劣化作用而具有显著优异的保存性。因此，所述食品或饮料能明显有效地抑制品质降低。因此，可以较长期的保存，同样也可以设定大幅度延长的新保质期。这非常有助于降低成本，因为这样很容易减少由于食品或饮料超过保质期而被丢弃的丢弃量。可以使食品或饮料制造后的保质不需要过多地依赖于例如低温下的温度控制等。另一方面，所述食品或饮料含有衍生于天然物的有效成分，因而具有非常优异的体内吸收性。因此，所述食品或饮料便于用作食品添加剂。
(样品制备1以糖苷酶处理来制备苷元)将柠檬榨汁残留物在10倍量(重量比)的甲醇中浸渍24小时，得到柠檬黄酮苷提取物。对所得提取物使用蒸发器减压浓缩后将其吸附到安伯来特树脂(XAD16；由Organo生产)上以尽可能地除去果胶、碳水化合物等。将使用40％含水甲醇洗脱后的洗脱液浓缩冻干以得到柠檬黄酮苷混合物粉末(比较例1的柠檬糖苷)。所述粉末包含大约30％的圣草次苷和大约2％至5％的地奥司明。将比较例1的柠檬糖苷溶解于水中，使用如下所述的HPLC分级系统1在如下所述的HPLC条件1下纯化圣草次苷。随后将经纯化的圣草次苷浓缩冻干以得到圣草次苷粉末(比较例2的圣草次苷)。
<HPLC分级系统1>
泵岛津LC-8A，系统控制器岛津SCL-8A，自动进样器岛津SIL-8A，检测器岛津SPD-8A(紫外光谱检测器)，级分收集器岛津FCV-100B<HPLC条件1>
色谱柱YMC-Pack ODS-A(内径50×250mm)，洗脱液甲醇/水＝50/50(v/v)，流速100ml/min，检测波长270nm(圣草次苷和地奥司明的糖苷酶处理)将比较例2的圣草次苷或由和光纯药工业社生产的地奥司明以最终浓度5mM溶解在20mM醋酸钠-盐酸缓冲液中。制得pH值由该缓冲液调节到3.0的糖苷溶液和pH值由该缓冲液调节到5.0的糖苷溶液。因为地奥司明难溶于水，所以预先将地奥司明溶解于二甲亚砜后制得糖苷溶液。向所述糖苷溶液中添加100ppm或10ppm β-糖苷酶(第二糖苷酶)制得反应溶液，随后在约30℃使用搅拌器搅拌所得溶液以进行糖苷酶处理。β-糖苷酶是具有β-樱草糖苷-分解酶活性的酶，本发明人采用由pNP显现出的颜色作为标记，从多色青霉IAM7153菌株纯化得到该酶，其β-糖苷酶活性为173单位/g。一个单位定义为该酶在30℃下用一分钟水解pNPP而释放1μmolpNP所需的量。在自添加第二糖苷酶起0、0.5、1、2、4、5和8小时后从反应溶液中取数毫升等分试样作为样品。将样品在95℃加热10分钟使酶失活。将所得样品快速冷却并冷冻保存。使用下文所述的HPLC分析系统2在HPLC条件2下对所得样品进行分析以确认由糖苷酶处理引起的每种底物的浓度变化。结果如图1至4所示。
<HPLC分析系统2>
泵岛津LC-10AD，系统控制器岛津SCL-10A，自动进样器岛津SIL-10A，检测器岛津SPD-10A(紫外光谱检测器)，柱式加热炉岛津CTO-10A<HPLC条件2>
色谱柱YMC-Pack ODS-A(内径4.6×250mm)，洗脱液甲醇/水＝40/60(v/v)，流速1ml/min，检测波长270nm如图1至4所示，可观察到圣草次苷(图1和2)和地奥司明(图3和4)的浓度在添加第二糖苷酶后立即迅速降低，并可确认其相应的苷元即圣草酚和地奥亭的生成。可得到高达约50％至60％的从圣草次苷到圣草酚的转化率和约80％的从地奥司明到地奥亭的转化率。所述结果显示该酶非常高效且几乎无损失地促进向苷元的转化。可确认在pH 5.0(所述pH落在第二糖苷酶的最适pH范围内)溶液中与在pH 3.0溶液中向苷元的转化以几乎相同的效率推进。例如，柠檬、酸柠檬和酸橘的果汁的pH和所提取的黄酮苷溶液的pH在3附近。因此，可确认该酶的酶活性在柠檬、酸柠檬和酸橘的果汁中或从其中任意一种得到的黄酮苷溶液中几乎没有减弱，该酶能用在这些溶液中。即使当加入10ppm第二糖苷酶时，经证明，如果花费足够长时间，向苷元的转化也可充分进行。在如下所述的处理中，考虑到处理时间，可以相对于每1mM底物添加10ppmβ-糖苷酶，以此作为指导进行研究。
(柠檬黄酮向苷元的转化及其纯化)将比较例1的柠檬糖苷以圣草次苷最终浓度为1mM溶解在20mM醋酸钠-盐酸缓冲溶液中。制得pH值由该缓冲液调节到3.0的糖苷溶液和pH值由该缓冲液调节到5.0的糖苷溶液。向所述糖苷溶液中添加10ppmβ-糖苷酶(第二糖苷酶)制得反应溶液，随后在30℃使用搅拌器搅拌所得溶液以进行糖苷酶处理。在自添加第二糖苷酶起0、0.5、1、2、4、5和8小时后从反应溶液中取数毫升等分试样作为样品。将样品在95℃加热10分钟使酶失活。将所得样品快速冷却并冷冻保存。在上述HPLC条件1下对所得样品进行分析以确认由糖苷酶处理引起的每种底物的浓度变化。结果如图5和图6所示。
如图5和图6中所示，可确认从柠檬中提取的黄酮苷即圣草次苷和地奥司明在进行大约2小时处理后，均表现出接近70％的高转化率。没有观察到酶活性随pH降低。因此，也确认柠檬糖苷的处理不需要pH调整。随后，用安伯来特树脂吸附自添加第二糖苷酶起8小时后的反应溶液(pH 3.0)。将使用60％含水甲醇洗脱后的洗脱液冻干(测试例1的经酶处理的苷元)。在上述HPLC条件2对所述洗脱液(测试例1的经酶处理的苷元)进行分析以研究苷元的纯化度。结果确认通过用吸附剂进行纯化非常有效地纯化了苷元。
(酶的底物特异性的研究)为确认第二糖苷酶的有用性，使用市售酶进行了关于向苷元转化(苷元化)的测试。所使用的酶是由Amano Enzyme公司生产的基于纤维素的酶(纤维素酶A“Amano”3和纤维素酶T“Amano”4)和基于果胶的酶(果胶酶G“Amano”和果胶酶PL“Amano”)共4种酶以及第二糖苷酶。将比较例1的柠檬糖苷以50ppm浓度溶解在溶剂中形成水溶液(其pH调节至3.0)。随后向水溶液中添加500ppm或50ppm的各种酶，在室温(25℃)下进行5小时的酶反应。将经过酶反应的各样品在95℃加热10分钟使酶失活。在上述HPLC条件2下对所得样品中圣草次苷和圣草酚的浓度进行量化以测定圣草次苷的转化率。结果，当添加500ppm果胶酶PL“Amano”时，从圣草次苷到圣草酚的转化率为22％，而当添加500ppm和50ppm第二糖苷酶时，转化率分别为67％和74％。在其他测试中，转化率几乎为0％。因此，可确认由第二糖苷酶产生的转化率远比市售酶所产生的转化率高。
(柑橘类的果汁的糖苷酶处理)将第二糖苷酶添加到含大量圣草次苷的柠檬、酸柠檬和酸橘的果汁中，并研究向苷元的转化(苷元化)。使用所述三种果汁和市售浓缩果汁，并分别调整到白利糖度为10。所有果汁的pH在3左右。将第二糖苷酶以最终浓度为10ppm加入到果汁中，在室温下进行5小时的酶反应。将经过酶反应的各样品在95℃加热10分钟使酶失活。在上述HPLC条件2下对所得样品中圣草次苷和圣草酚的浓度进行量化以测定圣草次苷的转化率。结果在柠檬果汁、酸柠檬果汁和酸橘果汁中，从圣草次苷到圣草酚的转化率分别为54％、49％和56％，经确认所述转化率在这些果汁中很高。因此，确认第二糖苷酶可用于这些柑橘类的果汁的向苷元的转化。
(自由基清除活性的测量)对下列表1中所示的每种样品测试DPPH(1，1-二苯基-2-苦基偕腙肼)自由基清除活性。即，将比较例1的柠檬糖苷、比较例2的圣草次苷、测试例1的经酶处理的苷元、购自Funakoshi的圣草酚、新圣草次苷、维生素C或α-生育酚以500ppm的浓度溶解在溶剂中制得水溶液。随后，向100μl水溶液等分试样中添加1ml 0.1M Tris缓冲液(pH 7.4)。用于α-生育酚的溶剂是甲醇。作为选择，将上述每种样品和维生素C以各自500ppm的浓度溶解在溶剂中制得水溶液，随即向该水溶液的100μl等分试样中添加1ml 0.1M Tris缓冲液。随后，将2ml DPPH溶液(将DPPH以500μM的浓度溶解在乙醇中制得的溶液)加入上述溶液中并充分混合。室温条件下，将所得溶液在暗处放置20分钟进行反应。使用下文所述HPLC分析系统2在HPLC条件3下对每种反应溶液(10μl)中的DPPH量进行定量测定。在一种评估自由基清除活性的方法中，先将样品(糖苷和苷元)空白测试组(对照)中DPPH的残留量视作100％。另外，测量添加有各个样品的反应溶液中的DPPH残留量，该DPPH残留量采用相对于对照组中的DPPH含量的百分比(％)来表示。因为添加有圣草酚和维生素C的分组的自由基清除活性几乎为100％，将样品量减半后再次进行测试。即，将圣草酚和维生素C以各自500ppm的浓度溶解在溶剂中制得水溶液，向所述溶液的50μl等分试样中添加1ml 0.1M Tris缓冲液。以上述方法测定所得溶液的自由基清除活性。将所得数值加倍以修正数据。结果如表1所示。
<HPLC分析系统2>
泵岛津LC-10AD，系统控制器岛津SCL-10A，自动进样器岛津SIL-10A，检测器岛津SPD-10A(紫外光谱检测器)，柱式加热炉岛津CTO-10A<HPLC条件3>
色谱柱TSK-GEL octyl-80Ts(内径4.6×150mm)，洗脱液甲醇/水＝30/70(v/v)，流速1ml/min，检测波长517nm[表1]

如表1所示，经酶处理的苷元、圣草次苷和圣草酚主要在水系条件下具有高抗氧化活性。经酶处理的苷元、圣草次苷和圣草酚的抗氧化活性在其所添加的组中在混合维生素C后显著提高。此外，结果显示，通过将经酶处理的苷元、圣草次苷和圣草酚在柠檬糖苷中与维生素C混合，经酶处理的苷元、圣草次苷和圣草酚的抗氧化活性也协同性地增强。添加有维生素C的纯圣草次苷或圣草酚表现出与添加有维生素C的柠檬糖苷或经酶处理的苷元相同比率的协同效应。因此，确认了在柠檬糖苷和经酶处理的苷元中观察到的协同效应可归结于圣草次苷或圣草酚与维生素C的协同效应。因此，其中混合了任何这些黄烷酮与维生素C的抗氧化材料显示出非常高的抗氧化活性，并可用作抑制由氧化引起的劣化的抗氧化材料。当将经酶处理的糖苷或用于防止劣化的圣草酚加入到含维生素C的食品或饮料例如果汁中时，很容易推测所述食品和饮料预计可表现出比从它们的添加量所预计的更强的防劣化效果。
(抑制过氧化脂质生成作用的测量)以亚油酸甲酯为底物，测量上述表1所示每个样品的抑制过氧化脂质生成作用。即，将100μl在段落(自由基清除活性测量)中使用的各种水溶液和89mg(100μl)亚油酸甲酯加入到14mm内径的小试管中并充分混合。同时，仅使用100μl用于制备水溶液的溶剂替代水溶液作为对照。使用真空泵在真空干燥器中完全移除所述混合溶液中的溶剂。在40℃下，将所得溶液在暗处放置18小时。随后，将5ml0.08％BHT(2，6-二叔丁基-4-甲基苯酚)/己烷溶液加入其中。使用如下所述的HPLC分析系统2在HPLC条件4下测量由亚油酸甲酯生成的过氧化物的量。在测量和评估抗氧化活性的方法中，首先测定由对照测试组的亚油酸甲酯产生的过氧化脂质(13-氢过氧化物和9-氢过氧化物)的HPLC峰的面积总和。将该测量值视为100％。测量添加了各个样品的测试组中的过氧化脂质的HPLC峰的面积总和。该测量值采用相对于对照样品的HPLC峰面积总和的百分比(％)来表示，由此求得亚油酸甲酯氧化抑制率。所述结果在上述表1中列出。
<HPLC分析系统2>
泵岛津LC-10AD，系统控制器岛津SCL-10A，自动进样器岛津SIL-10A，检测器岛津SPD-10A(紫外光谱检测器)，柱式加热炉岛津CTO-10A<HPLC条件4>
色谱柱Develosil SI 60-5(内径4.6×250mm)，洗脱液正己烷/1，4-二氧六环/异丙醇＝98/1/1(v/v/v)，流速1ml/min，检测波长235nm如上述表1所示，柠檬糖苷、经酶处理的苷元、圣草次苷和圣草酚主要在油系条件下表现出抗氧化活性。柠檬糖苷、经酶处理的苷元、圣草次苷和圣草酚在其所添加的组中在混合维生素C后可协同表现出抗氧化活性。添加有维生素C的纯圣草次苷或圣草酚表现出与添加有维生素C的柠檬糖苷或经酶处理的苷元大致相同比例的协同效应。因此，确认了在柠檬糖苷和经酶处理的苷元中观察到的协同效应可归结于圣草次苷或圣草酚与维生素C的协同效应。因此，其中混合有任何这些黄烷酮与维生素C的抗氧化材料显示出非常高的抗氧化活性，并可用作抑制由氧化引起的劣化的抗氧化材料。
(使用脂质体验证生物膜氧化抑制作用)使用单一的区室脂质体(SUVSmall Unilamellar Vesicle(小单室脂质体))作为生物膜模型以评估抗氧化能力。为制备SUV，首先，将100mg卵黄卵磷脂添加到1ml氯仿中并完全溶解，随后在短颈烧瓶中完全移除氯仿。通过加入10ml含有500ppm比较例1的柠檬糖苷、比较例2的圣草次苷、测试例1的经酶处理的苷元或圣草酚(Funakoshi生产)的10mM磷酸盐缓冲液(pH 7.4)使所得的脂质膜溶胀。充分振荡所得混合物并使用超声清洗机将其完全分散。将仅添加有10ml磷酸盐缓冲液的溶胀脂质膜作为对照物以相同方式进行测试。随后，在所得多层脂质体溶液中通入5分钟氮气进行鼓泡，并随即在强力超声发生器中在180W超声20分钟以制备小单室脂质体(SUV)。
通过向SUV中添加AAPH(2，2’-偶氮二(2-氨基二丙烷)，一种自由基引发剂)以强制性地促进如此制备的SUV的过氧化。结果，作为一次产物的过氧化物在脂质体中生成。随后，作为二次产物的例如丙二醛在自身氧化过程中生成。向其中添加一种硫代巴比妥酸(TBA)试剂，以产生一种红色物质(TBA-阳性物质)，即醛的反应产物。使用分光光度计在λ＝535nm下测量其着色度，并用之测定脂质体薄膜的氧化率(％)。
结果，比较例1的柠檬糖苷的脂质体薄膜的氧化率为60.54％，同时测试例1的经酶处理的苷元的脂质体薄膜的氧化率为11.56％。因此，经酶处理的苷元表现出高抗氧化活性。α-生育酚的氧化率为76.87％。比较例2的圣草次苷和圣草酚的脂质体薄膜的氧化率分别为9.52％和6.80％。因此，柠檬苷元和圣草酚在生物膜中显示出高抗氧化作用并可用作生物膜氧化抑制剂，该抑制剂可扑灭生物体的细胞膜表面的氧化损伤。
(活性氧清除率的测试)将黄嘌呤氧化酶(0.5ml(5.6单位))与0.3ml 1mM黄嘌呤(由和光纯药工业社生产)、0.3ml 0.25mM硝基四唑蓝(由和光纯药工业社生产)和2.3ml 0.05M碳酸钠缓冲液(pH 10.2)混合。所使用的黄嘌呤氧化酶是用0.05M碳酸钠缓冲液稀释100倍的试剂(由和光纯药工业社生产)。向所述混合物中添加0.1ml(浓度1000ppm)比较例1的柠檬糖苷或测试例1的经酶处理的苷元，进行培养。由于随培养时间流逝而在其中产生甲臜蓝(blue formazan)，因而在培养3分钟以后使用分光光度计(日立分光光度计U2000)测量在λ＝560nm处的吸光度。将没有添加样品(糖苷和苷元)的测试组用作对照。作为空白测试，添加碳酸钠缓冲液以替代黄嘌呤氧化酶，进行相同操作。以添加有各种样品的溶液的吸光度减去空白测试的吸光度所得的差值除以对照物的吸光度，从而求得活性氧清除率(％)。结果，比较例1的柠檬糖苷的活性氧清除率为26.7％，而测试例1的经酶处理苷元的活性氧清除率为74.8％。因此，经酶处理的苷元表现出高抗氧化活性。α-生育酚的氧化率为238.2％。因此，证实柠檬苷元具有高活性氧清除能力，并可用作体内活性氧清除试剂。
(样品制备2以微生物发酵处理来制备苷元)将预先在马铃薯葡萄糖肉汤培养基中在30℃于暗处培养一周的斋藤曲霉IAM 2210菌株接种到柠檬的榨汁残留物上，以便在30℃恒温条件下进行10天的微生物发酵处理。随后，将包含该菌株的柠檬榨汁残留物在10倍(重量比)量的甲醇中浸渍24小时以得到柠檬苷元提取物。对所得提取物使用蒸发器减压浓缩后，将其吸附到安伯来特树脂(XAD16)上，以尽可能地除去果胶、碳水化合物等。将使用40％含水甲醇洗脱后的洗脱液浓缩冻干，以得到经发酵处理的柠檬苷元粉末(比较例3的经发酵处理的苷元)。使用如下所述HPLC分析系统2在如下所述HPLC条件5下分析比较例1的柠檬糖苷和比较例3的经发酵处理的苷元中所含黄酮类的组成(含量)。结果显示在表2中。在表2中，“痕量”表示该物质在下述HPLC条件5下很难检测到，“nd”表示该物质在下述HPLC条件5下不可检测。
<HPLC分析系统2>
泵岛津LC-10AD，系统控制器岛津SCL-10A，自动进样器岛津SIL-10A，检测器岛津SPD-10A(紫外光谱检测器)，柱式加热炉岛津CTO-10A<HPLC条件5>
色谱柱YMC-Pack ODS-A(内径4.6×250mm)，洗脱液甲醇/水＝30/70(v/v)，流速1ml/min，检测波长270nm

每100g粉末中的含量(培养上清液的β-糖苷酶活性的测量)将下述表3中所示的每种菌株在30℃下在马铃薯葡萄糖肉汤培养基中于暗处培养2周。对开始孢子形成时的培养基进行离心，以收集培养上清液，再将所得的培养上清液用作酶溶液样品1。作为选择，在30℃下于暗处预培养处理4周后，对完成孢子形成时的培养基进行离心，以便将培养上清液与沉淀分离。将所述培养上清液用作酶溶液样品2。另外，向沉淀中添加与培养上清液等量的水，以悬浮沉淀，并进行超声以使菌体破裂。将离心除去不溶物质后所得的菌体破碎物用作酶溶液样品3。
然后，将2ml溶解在0.1M磷酸盐-柠檬酸盐缓冲液(pH 5.0)中的1mM pNPG溶液投放到试管中，并在30℃的恒温水浴中预温热5分钟。将0.5ml每种酶溶液样品的等分试样加入到该试管中以进行酶反应。使用分光光度计(日立分光光度计U2000)在λ＝420nm处测量所产生的pNP的量。作为对照，预先在底物pNPG溶液中加入碳酸钠溶液，随后加入各种酶溶液样品进行相同操作。将在此条件下每小时生成1μmol pNP所需酶的量视为1个单位。根据下述计算式，由预先使用pNP标准溶液建立的校准曲线得到每种酶溶液样品的0.5ml等分试样中的β-糖苷酶活性(单位)。结果如表3所示。
β-糖苷酶活性(单位)＝吸光度(420nm)/0.223(单位)

所有测量结果均以上述单位来表示。
如表3所示，几乎所有的菌株在完成孢子形成时(酶溶液样品2和3)都具有由第一糖苷酶所致的强β-糖苷酶活性。因为泡盛曲霉和A.Shirousamii IAM 2414菌株在开始孢子形成时(酶溶液样品1)的培养上清液中有强β-糖苷酶活性，所以显示出可将所述菌株的培养液进行灭菌过滤然后用作用于糖苷酶处理的酶。因为例如水解酶的活性在开始孢子形成时期非常微弱，因而所生成的苷元的分解和进一步的微生物转化反应较不易进行。因此，可更高效地得到苷元。当使用所述泡盛曲霉和A.Shirousamii IAM 2414菌株进行微生物发酵处理时，很容易地推测得知，与使用其他菌株相比，可容易地缩短其微生物发酵时间。相反，也显示出例如黑曲霉菌株(特别是，ATCC 10549)等菌株在菌体外显示较低的β-糖苷酶活性，但在菌体内具有高活性，因此适合用于微生物发酵处理。
(香料成分劣化抑制作用的测试)在使用葡萄糖和柠檬酸调节为4.8白利糖度及pH 3.0的水溶液中添加0.1％柠檬香精(由高砂香料株式会社生产)以制备糖浆溶液。通过加入或不加入比较例1的柠檬糖苷、比较例4的经发酵处理的苷元(由表4中的苷元表示)或维生素C，制备该糖浆溶液的添加样品的一组或不添加样品的一组。通过将这些分组加热到87℃来进行巴氏瞬间灭菌，随后填装到无色透明PET瓶中。添加比较例1的柠檬糖苷，使得其圣草次苷浓度达到如表4所示的添加浓度。也同样添加比较例4的经发酵处理的苷元，使得其圣草酚浓度达到表4所示的添加浓度。此外，还测试了添加比较例4的经发酵处理的苷元是否对整个糖浆溶液的风味产生影响，当圣草酚的添加量为30ppm以下时，对风味没有大的影响。对各分组所用的样品实施如下所述的加热劣化测试和紫外线劣化测试。
加热劣化测试测试1-1(30ppm)和测试1-2(3ppm)将每组样品在60℃或4℃(冷藏)下于暗处静置保存4天，随后由12名经过良好训练的评审员进行感官评价。在评价方法中，评审员以冷藏保存的样品为满分5分，评价各组相应的分数，从而求得平均分。由同样的评审员在同一天内实施四次感官评价测试。结果示于表4。
紫外线劣化测试测试2-1(30ppm)和测试2-2(3ppm)在使用紫外线长寿命fade-o-meter(由Suga Test Instruments制造)的紫外线(UV)照射条件(6小时照射)下或在暗处将每组试样冷藏保存。随后由12名经过良好训练的评审员进行感官评价。在评价方法中，评审员以暗处保存的样品的分数定义为满分5分，提供各组相应的分数，从而求得其平均分。由同样的评审员在同一天实施四次感官评价测试。结果如表4所示。


如表4所示，当在60℃加温储存4天时，添加有柠檬糖苷的组在所有评价项目中得到比不含样品的组更高的分数，添加有经发酵处理的苷元的组在所有评价项目中得到比添加有柠檬糖苷的组更高的分数，并在香味强度一项上有显著效果。同时添加有经发酵处理的苷元和维生素C的组在测试1-1和测试1-2的所有评价项目中均得到比单独添加有经发酵处理的苷元的组更高的分数。虽然通过相同方式对添加1ppm浓度的糖苷或苷元的添加有样品的组进行评价，但评审员进行的感官评价中没有观察到明显区别。这些结果显示，以3ppm以上的浓度将圣草次苷或圣草酚添加到糖浆溶液中可产生显著的防止由加热导致香味劣化的效果，将维生素C与圣草次苷或圣草酚同时加入其中可显著增强这种效果。
另一方面，当进行紫外线照射时，添加有柠檬糖苷的组在所有评价项目中得到比不含样品的组更高的分数，添加有经发酵处理的苷元的组在所有评价项目中得到比添加有柠檬糖苷的组更高的分数，并证实具有防止由紫外线照射导致香味劣化的效果。同时添加有经发酵处理的苷元和维生素C的组在测试2-1和测试2-2的所有评价项目中均得到与单独添加经发酵处理的苷元的组等同或更高的分数。这些结果显示以3ppm以上的浓度将柠檬苷元添加到糖浆溶液中可产生显著的防止由紫外照射导致香味劣化的效果。
当在测试1和测试2之间进行比较时，出现抑制由紫外照射导致的劣化的效果优于抑制由加热导致的劣化的效果的趋势，尽管这依赖于测试条件。评审员在回复中指出，添加有样品的分组在总体上有新鲜宜人的余味。因此，证实将单独制备的维生素C添加到比较例4的经发酵处理的苷元中所表现出的效果远高于二者单独效果的总和，因而具有协同效应。当将单独制备的圣草酚加入到含有维生素C的食品或饮料例如果汁中时，很容易推测得到，预计所得到的防劣化效果会强于由圣草酚的添加量估计的防劣化效果。
(防色素褪色作用的测试)向使用葡萄糖和柠檬酸调节为4.8白利糖度及pH 3.0的水溶液中添加0.1重量％的花色苷色素(红球甘兰色素)，以制备糖浆溶液。通过加入圣草酚浓度为30ppm的比较例4的经发酵处理的苷元或同时添加苷元和维生素C制备该糖浆溶液的添加样品的组，或制备其不添加样品的组。通过将这些组加热到87℃来进行巴氏瞬间灭菌，随后将其填装到无色透明PET瓶中。随后，使用紫外线对这些组中的每组样品照射8小时，然后将其冷藏保存或在45℃于暗处加温保存2周。使用分光光度计(日立分光光度计U2000)测量λ＝460nm处的吸光度以求得色素的残留率(％)。结果如表5所示。


如表5所示，对例如花色苷和类胡萝卜素等从植物中提取的天然色素成分的劣化的抑制作用，可通过添加柠檬苷元来改善该作用，或通过同时添加柠檬苷元和维生素C而显著改善该作用。另外，这种作用特别是在紫外线照射时特别显著，经发酵处理的苷元和维生素C可用于防止天然着色材料的劣化。
权利要求
1.一种含有黄酮苷元和维生素C的抗氧化材料，其特征在于，所述黄酮苷元是通过对含有衍生于柠檬、酸柠檬或酸橘的黄酮糖苷的原材料进行苷元化处理而得到的圣草酚和/或地奥亭。
2.如权利要求1所述的抗氧化材料，其特征在于，所述抗氧化材料是在所述苷元化处理后通过混合所述黄酮苷元和维生素C的步骤制得。
3.如权利要求1或2所述的抗氧化材料，其特征在于，所述苷元化处理是使用衍生于曲霉属微生物的β-糖苷酶的糖苷酶处理。
4.如权利要求1或2所述的抗氧化材料，其特征在于，所述苷元化处理是使用衍生于多色青霉的β-糖苷酶的糖苷酶处理。
5.如权利要求1或2所述的抗氧化材料，其特征在于，所述苷元化处理是使用曲霉属微生物的微生物发酵处理。
6.如权利要求5所述的抗氧化材料，其特征在于，所述微生物发酵处理是通过将曲霉属微生物的孢子或菌体接种到所述原材料而引发，并且在所述微生物完成随后的孢子形成前终止。
7.一种防劣化剂，该防劣化剂含有权利要求1～6任一项所述的抗氧化材料。
8.一种食品或饮料，该食品或饮料含有权利要求1～6任一项所述的抗氧化材料或权利要求7所述的防劣化剂。
全文摘要
本发明提供抗氧化材料、防劣化剂和食品或饮料，该抗氧化材料含有黄酮苷元和维生素C。所述黄酮苷元是指通过对含有衍生于柠檬、酸柠檬或酸橘的黄酮糖苷的原材料进行苷元化处理而得到的圣草酚和/或地奥亭。所述抗氧化材料优选在苷元化处理后通过混合黄酮苷元和维生素C的步骤制得。苷元化处理是指使用衍生于曲霉属微生物或多色青霉的β－糖苷酶的糖苷酶处理，或者是使用曲霉属微生物的微生物发酵处理。本发明还提供了含有所述抗氧化材料的防劣化剂和食品或饮料。
文档编号A23L3/3544GK1946830SQ20058001304
公开日2007年4月11日 申请日期2005年12月27日 优先权日2004年12月27日
发明者福本修一, 鹤喰寿孝, 森茂治 申请人:百佳株式会社, 天野酶制品株式会社