专利名称：：一种糖调节受损模型的建立方法
技术领域：
：本发明涉及建立糖调节受损动物模型的方法，尤其涉及利用高热量饮食产生糖调节受损动物模型。所建动物模型可用于模拟研究与评价调节血糖的功能食品。背景资料随着人们生活水平的提高，由于人们饮食结构的改变、日趋紧张的生活节奏以及少动多坐的生活方式等诸多因素的影响，全球糖尿病发病率逐年增高，已成为导致全球人口死亡的第四大疾病。据WHO估计，目前全球糖尿病患者已超过1.5亿，其中2型糖尿病占90%-95%。预计到2025年，全球2型糖尿病患者数将上升到3.33亿。大规模前瞻性研究已证实糖调节受损(IGR)人群进展为糖尿病的危险显著高于正常糖耐量者(NGT)，是糖尿病的主要后备人群。如果不加以及时有效的干预，其中大约1/3人群将不可避免地进入2型糖尿病阶段。糖调节受损(IGR)是糖尿病发病过程中的中间阶段即糖尿病前期，包括三种类型一是空腹血糖受损(IFG);二是糖耐量减低(IGT);三是IFG合并IGT。IGT阶段持续的餐后高血糖状态使内皮细胞功能受损，促进血管功能障碍发生、发展；同时伴有的高胰岛素血症进一步加快了动脉硬化的发展。IFG以肝脏对胰岛素的抵抗为主，不能有效抑制肝糖输出，同时存在早期胰岛素分泌缺陷。2003年美国糖尿病协会(ADA)将IFG诊断下限切点从6.1mmol/L下调至5.6mmol/L。两者在患病率、人群分布、临床表型、总死亡率和心血管疾病风险方面有所不同，但均是糖尿病、心血管疾病的风险因子，当两者合并时风险更高。其危害主要包括发展为糖尿病的高危倾向和糖尿病并发症的高发生率，是冠心病、高血压及脑血管意外等疾病的重要危险因素。因此在IGR阶段进行积极的干预治疗，阻止其向糖尿病的转归，同时可延缓血管并发症的发生和发展，具有重要意义。目前针对IGR阶段的干预调节主要有以下几种方式生活方式干预强化生活方式干预是对IGR人群的首选干预措施。在芬兰糖尿病预防研究(DPS)、美国糖尿病预防项目(DPP)研究中，都釆用了饮食和运动干预措施。结果表明，对IGT人群进行有效的强化生活方式干预,可以预防和延缓2型糖尿病的发生。药物干预治疗措施对于通过生活方式干预失败者，可考虑给予药物治疗。目前主要选择抗高血糖药物和减重药物。例如双胍类药物，葡糖苷酶抑制剂，p塞唾垸二酮类药物等。此外，由于胰岛素抵抗是糖调节受损的主要病变特征，胰岛素增敏剂是很有前景的一类药物。功能食品调节目前普遍认为，糖调节受损阶段虽然已出现糖代谢轻度紊乱，但仍不能认为是一种疾病，而是一种亚健康状态，所以如果釆用治疗糖尿病的方法如服用西药等加以调控往往会矫枉过正，造成低血糖症、胃肠道反应等副作用。由于深受传统中医理论药食同源的影响，国内有不少研究者从功能性食品角度对糖调节受损进行调节，改善身体机能。在探讨用功能食品改善糖调节受损的过程中，利用糖调节受损动物模型很有必要，因为糖调节受损的发生是多个因素共同作用的结果，采用动物的体内实验能够很好的模拟人体的糖调节受损状况，可以较为明确、全面的反映功能食品对人体糖调节受损的作用效果，可为人类改善糖调节受损提供重要线索。现有糖调节受损的动物模型主要有三类即单纯的高热量饮食诱导动物模型、高热量饮食诱导联合化学物质诱导动物模型、化学物质诱导动物模型。其中单纯的高热量饮食诱导动物模型所用动物绝大多数是Wister大鼠，所建立的动物模型出现肥胖、高脂血症、血糖介于正常与糖尿病诊断标准之间并伴有高胰岛素血症及IR，该动物模型与人类肥胖出现的IR相似，能够作为稳定可靠的糖调节受损模型。但是高模型所用动物为Wistar大鼠，试验成本较高，样本数量受到一定的限制，缺乏代表性；并且该模型建立时间需要12周以上，所用时间很长。高热量饮食诱导联合化学物质诱导动物模型建立时间多在8周左右，时间较单纯的高热量饮食诱导动物模型缩短，但是由于釆用了腹腔注射STZ或者四氧嘧啶，从发病过程来看与人体的糖尿病发病过程有很大的差异。化学物质诱导动物模型诱发简便，来源广，是目前应用较广泛的模型。该动物模型是应用化学物质损伤胰腺细胞，引起动物发生糖尿病，目前常用药物有链脲菌素和四氧嘧啶，其作用机理都是选择性损伤胰腺细胞，引起细胞坏死，导致血胰岛素不同程度下降伴血糖升高，形成非胰岛素依赖型糖尿病，但是这种动物模型动物处于糖尿病状态，而不是正常与糖尿病之间的糖调节受损状态，并且该动物模型由于动物处于糖尿病状态，死亡率很高。总之，虽然上述三种动物模型目前研究较多，但是在利用这三种模型研究功能食品预防糖尿病和改善糖调节受损时存在以下问题在建模方式上，除了单纯的高热量饮食诱导动物模型，其他两种动物模型都不能很好地反映糖调节受损人群的生理状态，缺乏代表性。在建模时间上，现有的"单纯高热量饮食诱导"方法的建模时间长，导致实验周期较长，并使实验成本增加。
发明内容本发明针对上述不足提供一种具有与人类糖尿病发病过程近似，建模时间短，建模成本低的建模方法。为实现上述目的，本发明釆取如下技术方案采用雄性SPF级小鼠或大鼠，在常规饲养的基础上，脂肪乳状液与糖溶液联合作用，以糖溶液作为饮用水，同时灌胃脂肪乳状液，直至建立稳定的糖调节受损模型。按这种方法饲养21天即可建立稳定的糖调节受损模型。其中，所述雄性小鼠或大鼠选自ICR小鼠，NIH小鼠，LACA小鼠，KM小鼠，Wistar大鼠，SD大鼠和Hamster鼠。其中，所述糖溶液为果糖溶液、蔗糖溶液或它们的混合物。所用糖溶液的浓度为5%~30%，优选果糖为5%—25%，蔗糖浓度为10%—30%。其中，优选脂肪乳状液由动物油，胆固醇加水配制而成。每100ml含动物油30g—50g。优选所用动物油的饱和程度大于80%。本发明提供了一种糖调节受损模型的建立方法，该方法简单、建模时间短，建模成本低。实验表明，通过本发明方法能够建立稳定可靠的糖调节受损模型。图1显示的是二甲双胍对糖调节受损小鼠肝脏己糖激酶的影响，与NG相比弁P0.05，与MG相比*<0.05;图2显示的是甲双胍对糖调节受损模型小鼠肝糖原的影响，与NG相比弁P0.05，与MG相比"P〈0.01;图3显示的是二甲双胍对糖调节受损模型小鼠血清游离脂肪酸的影响。具体实施例方式以下实施例进一步说明本发明的内容，但不应理解为对本发明的限制。在不背离本发明精神和实质的情况下，对本发明方法、步骤或条件所作的修改或替换，均属于本发明的范围。若未特别指明，实施例中所用的技术手段为本领域技术人员所熟知的常规手段。实施例ll.材料和方法1.1试验动物30只SPF级ICR小鼠，20-22g，雄性，北京维通利华实验动物技术有限公司提供，合格证号SCXK(京)2007-0001。常规饲料成分碳水化合物64%,蛋白质20.6%,脂肪4.16%,纤维4.92%，购于北京动物实验中心。1.2试验方法动物饲养小鼠5只/笼，饲养于标准化动物房，适应环境lwk,自由釆水、釆食，室内通风条件良好，正常昼夜12h变化，相对湿度50-70%，室温18-22。C。30只SPF级ICR小鼠随机分为3组，每组10只。第一组为阴性对照组(NG)，第二组为模型组(MG),第三组为阳性对照组(PG)。在整个实验过程中，NG灌胃10%的吐温80，MG和PG给予果糖15%,并灌胃脂肪乳状液(每100ml含50g动物油，1.5g胆固醇，10ml吐温80,乳化，加水配制而成)。PG成模后给药0.5g/kgb.w.(i.g.)二甲双胍。1.3糖耐量试验按照上述方法喂养小鼠3周后进行糖耐量试验。具体方法如下小鼠禁食13h后按照0.2ml/kg体积灌胃葡萄糖，然后分别在灌胃后0,30，60和120分钟，小鼠尾静脉釆血，用血糖仪测定其血糖值。计算血糖曲线下面积=0.25x0小时血糖+0.5x0.5小时血糖值+0.75x1小时血糖值+0.5x2小时血糖值。1.4血清与器官组织釆样12周试验结東后，小鼠禁食13h,小鼠由眼球静脉丛釆血。全血于4000xg，4'C离心15min，分离血清，-20"€保存。摘取小鼠肝脏、腹部脂肪组织于含冰的生理盐水中快速漂洗，拭干，称重。迅速投入液氮，冷冻后移入-80°C冰箱保存。1.5血脂指标测定分别于给药的第3、6、9周时，对小鼠禁食(不禁水)12小时，眼球后静脉丛采血，离心，分离血清，用生化仪测定血清中的TG、CHO、HDL-C、LDL-C的含量。1.6肝脏己糖激酶的测定取小鼠肝脏，加冰冻的匀浆液，置玻璃匀浆机中匀浆，将匀浆后的组织液置于低温超速离心机内离心，取上清液测定酶的活性。1.7小鼠肝糖原测定切割小鼠肝脏，用碱液沸水水解，在浓硫酸的作用下再与蒽酮显色形成蓝色化合物，与同法处理的标准葡萄糖溶液比色定量。1.8游离脂肪酸的测定样品经过有机抽提和铜皂化，进行显色反应，在550nm进行比色定量。1.9统计学处理全部数据均用SPSS10.0统计软件进行处理，用单因素方差分析ANOVA(one-wayanalysisofvariance),以Duncans多种比较检验(Duncansmultiplerangetests)分析，实验结果以均值±标准误差(Mean土SE)表示，P<0.05具有显著性差异，P<0.01具有极显著性差异。2.结果与分析2.1建模3周对小鼠糖耐量的影响由表l可以看出，建模3周后，与阴性对照组小鼠相比，糖调节受损模型组小鼠的糖耐量已经出现异常。60min血糖与阴性对照组相比升高23.02%，具有显著差异；糖耐量曲线下面积与阴性对照组相比升高13.21%，具有显著差异。但是，小鼠血糖并没有达到糖尿病状态的标准值。因此，表明模型组小鼠已经处于正常状态向糖尿病发展过程中的糖调节受损状态，已经成功建立了糖调节受损动物模型。表l建模3周对小鼠糖耐量的影响<table>Complextableseetheoriginaldocumentpagex</column></row><table>注与NG相比#P<0.052.2二甲双胍对糖调节受损模型小鼠糖耐量的影响2.2.1二甲双胍对糖调节受损模型小鼠给药三周后糖耐量的影响由表2可以看出，开始给药3周后，即总共6周的脂肪乳灌胃实验后，与阴性对照组小鼠相比糖调节受损模型组小鼠30min血糖升高15.68%，具有显著差异；60min血糖与阴性对照组相比升高10.85%;糖耐量曲线下面积与阴性对照组相比升高12.29%,具有显著差异。在最具代表性的糖耐量曲线下面积指标上，模型表现稳定，表明模型组小鼠仍然处于稳定的糖调节受损状态。给药3周后，给药组小鼠糖耐量与模型组小鼠糖耐量相比出现显著差异。与模型组小鼠相比给药组30min血糖降低12.62%,具有显著差异；小鼠糖耐量曲线下面积降低了15.09%,具有极显著差异。结果表明给药3周后，二甲双胍对糖调节受损小鼠模型具有调节作用，可降低30min血糖和减小糖耐量曲线下面积，改善糖调节受损状态。<table>complextableseeoriginaldocumentpage10</column></row><table>注与NG相比#P<0.05;与MG相比*P<0.05,**P<0.012.2.2二甲双胍对糖调节受损模型小鼠给药六周后糖耐量的影响由表3可以看出，开始给药6周后，即总共9周的脂肪乳灌胃实验后，与阴性对照组小鼠相比糖调节受损模型组小鼠的糖耐量异常情况加重。30min血糖升高了23.42%,具有极显著差异；60min血糖升高了20.00%,具有显著差异；糖耐量曲线下面积升高了18.78%,具有极显著差异。但是，模型组小鼠血糖并没有达到糖尿病标准值。表明模型组小鼠处于更加明显的糖调节受损状态。给药6周后，给药组小鼠糖耐量与模型组小鼠糖耐量相比显著降低。30min、60min血糖分别下降了14.36%和19.17%,具有显著差异；糖耐量曲线下面积降低了12.82%，具有极显著差异。结果表明给药6周后，二甲双胍对糖调节受损小鼠模型具有调节作用，可以改善糖调节受损状态。<table>complextableseeoriginaldocumentpage10</column></row><table>注与NG相比#P<0.05,##P<0.01;与MG相比*P<0.05，**P<0.012.2.3二甲双胍对糖调节受损模型小鼠给药九周后糖耐量的影响由表4可以看出，开始给药9周后，即总共12周的脂肪乳灌胃实验后，与阴性对照组小鼠相比糖调节受损模型组小鼠的糖耐量出现显著异常。0min、30min血糖及糖耐量曲线下面积与分别升高了28.57%、44.44%和14.73%，都具有极显著差异；120min血糖升高了14.29%,具有显著差异；60min血糖也升高了10.34%。但是，模型组小鼠血糖并没有达到糖尿病标准值，表明模型组小鼠已经处于严重的糖调节受损状态。给药9周后，二甲双胍显著改善了小鼠的糖耐量受损状态。给药组小鼠的Omin、30min、120min血糖与模型组小鼠相比分别降低了16.67%、10.99%、18.18%,都具有显著差异；曲线下面积降低了12.45%，具有极显著差异。结果表明二甲双胍对糖调节受损状态具有明显积极作用。表4二甲双胍对糖调节受损模型小鼠给药九周后糖耐量的影响0(min)30(min)60(min)120(min)AUCNG7.0±0.216.3±0.711.6±0.57.7±0.222.4±0.6MG9.0±0.3##19.1±0.7##12.8±0.58.8±0.4#25.7±0.5絲PG7.5±0.4*17.0±0.7*11.4±0.47.2±0.3*22.5±0.6**注与NG相fc#P<0.05，##P<0.01;与MG相fc*P<0.05，**P<0.01在连续12周的试验过程中，阴性对照组小鼠糖耐量水平基本保持稳定的正常状态；模型组小鼠糖耐量逐渐发生变化，由正常状态逐步发展为严重的糖调节受损状态，但是并未达到糖尿病状态，这个过程与人类糖尿病的发病过程非常相近；给药组小鼠在3周成模后给药二甲双胍,结果表明随着试验的进行，二甲双胍能够明显改善小鼠的糖调节受损状态，在12周后，小鼠糖耐量基本正常，说明所建模型为可被改善的糖调节受损模型，符合人类的糖调节受损状态，对研究功能食品改善人类糖调节受损状态具有一定的应用价值。2.3二甲双胍对糖调节受损模型小鼠肝脏己糖激酶的影响由图l可以将看出，经过9周的脂肪乳灌胃实验后，糖调节受损模型组小鼠肝脏中的己糖激酶(HK)水平产生了明显的变化。糖调节受损模型组小鼠的HK水平相对于正常小鼠降低了31.53%,具有显著差异。而经过二甲双胍给药后，给药组小鼠的HK水平相对于模型小鼠升高了55.75%，表明二甲双胍具有明显的改善糖调节受损模型小鼠肝脏己糖激酶的作用。2.4二甲双胍对糖调节受损模型小鼠肝糖原的影响由图2可以将看出，经过9周的脂肪乳灌胃实验后，糖调节受损模型组肝糖原含量明显降低。模型组小鼠的肝糖原含量相对于正常小鼠下降了26.76%，具有显著差异，处于较低的水平。而经过二甲双胍给药后，给药组小鼠肝糖原含量相对于模型组小鼠升高了41.40%,具有极显著差异，与正常小鼠水平接近。表明二甲双胍具有增加糖调节受损模型小鼠肝糖原含量的作用。2.5.1二甲双胍对糖调节受损模型小鼠给药三周后血清血脂的影响由表5可以看出，开始给药3周后，即总共6周的脂肪乳灌胃实验后，与阴性对照组小鼠相比糖调节受损模型组小鼠的血清血脂已经出现异常。模型组小鼠的TC升高了108.66%,具有极显著差异；LDL-C升高了59.46%，具有显著差异。表明模型组小鼠已经处于高血脂的异常状态。给药3周后，给药组小鼠的血清血脂与模型组小鼠相比出现改善的趋势。给药组小鼠血清血脂与模型组小鼠相比，TC降低了9.99。/。，TG、LDL-C、HDL-C则没有明显改善。表明给药3周后，二甲双胍对糖调节受损模型小鼠的血清血脂异常具有较弱的改善作用。表5二甲双胍对糖调节受损模型小鼠给药三周后血清血脂的影响_TC(mg/dL)TG(mg/dL)LDL-C(mg/dL)HDL-C(mg/dL)<table>complextableseeoriginaldocumentpage13</column></row><table>注与NG相比#P<0.05,##P<0.01;与MG相比*P<0.05,**P<0.012.5.2二甲双胍对糖调节受损模型小鼠给药六周后血清血脂的影响由表6可知，开始给药6周后，即总共9周的脂肪乳灌胃实验后，与阴性对照组小鼠相比糖调节受损模型组小鼠的血清血脂出现显著异常，模型组小鼠的TC、LDL-C分别升高了130.25%、102.86%，具有极显著差异。表明模型组小鼠已经处于严重高血脂的异常状态。给药6周后，给药组小鼠血清血脂与模型组小鼠相比，TG降低了44.55%，TC、LDL-C、HDL-C则没有明显改善。表明二甲双胍对糖调节受损模型小鼠的血清血脂异常具有较弱的改善作用。表6二甲双胍对糖调节受损模型小鼠给药六周后血清血脂的影响<table>complextableseeoriginaldocumentpage13</column></row><table>注与NG相比#P<0.05,##P<0.01;与MG相比*P<0.05，**P<0.012.5.3二甲双胍对糖调节受损模型小鼠九周后血清血脂的影响由表7可知，开始给药9周后，即总共12周的脂肪乳灌胃实验后，与阴性对照组小鼠相比糖调节受损模型组小鼠的血清血脂出现显著异常。模型组小鼠的TC、LDL-C分别极显著、显著升高了82.87%、52.00%。TG也升高了11.28%。表明模型组小鼠已经处于严重高血脂的异常状态，给药9周后，给药组小鼠的血清血脂与模型组小鼠相比出现了改善趋势。给药组小鼠血清血脂与模型组小鼠相比，TG降低了16.89%,TC、LDL-C、HDL-C则没有明显改善。结果表明给药9周后，二甲双胍对糖调节受损模型小鼠的血清血脂异常具有较弱的改善作用。表7<table>complextableseeoriginaldocumentpage14</column></row><table>2.6二甲双胍给药6周后对糖调节受损模型小鼠游离脂肪酸的影响由图3可以将看出，开始给药6周，即总共9周的脂肪乳灌胃实验后，糖调节受损模型组小鼠的血清游离脂肪酸(FFA)产生了显著变化。模型组小鼠的FFA水平相对于正常小鼠升高41.18%,处于较高的水平。表明模型组小鼠脂代谢发生异常。给药6周后，给药组小鼠的FFA水平与模型组小鼠相比出现了改善趋势。给药组小鼠FFA水平较模型组降低了23.61%。表明二甲双胍对糖调节受损模型小鼠的脂代谢异常具有较弱的改善作用。实施例2l.材料和方法1.1试验动物30只SPF级ICR小鼠，20-22g，雄性，北京维通利华实验动物技术有限公司提供，合格证号SCXK(京)2007-0001。常规饲料成分碳水化合物64%，蛋白质20.6%，脂肪4.16%，纤维4.92%,购于北京动物实验中心。1.2试验方法动物饲养小鼠5只/笼，饲养于标准化动物房，适应环境lwk，自由釆水、釆食，室内通风条件良好，正常昼夜12h变化，相对湿度50-70%,室温18-22°C。30只SPF级ICR小鼠随机分为3组，每组10只。第一组为阴性对照组(NG)，第二组为低剂量模型组(MGL)，第三组高剂量模型组(MGH)。在整个实验过程中，NG灌胃10°/。的吐温80，MGL和MGH分别给予果糖5%和15%，并灌胃脂肪乳状液(每100ml含30g动物油，1.5g胆固醇，10ml吐温80，乳化，加水配制而成)。1.3糖耐量试验按照上述方法喂养小鼠3周后进行糖耐量试验。具体方法如下小鼠禁食13h后按照0.2ml/kg体积灌胃葡萄糖，然后分别在灌胃后O，30，60和120分钟，小鼠尾静脉釆血，用血糖仪测定其血糖值。计算血糖曲线下面积=0.25x0小时血糖+0.5x0.5小时血糖值+0.75x1小时血糖值十0.5x2小时血糖值。1.4血清与器官组织釆样12周试验结束后，小鼠禁食13h，小鼠由眼球静脉丛釆血。全血于4000xg，4。C离心15min，分离血清，-20。C保存。摘取小鼠肝脏、腹部脂肪组织于含冰的生理盐水中快速漂洗，拭干，称重。迅速投入液氮，冷冻后移入-80°C冰箱保存。1.5血脂指标测定于给药的第3周时，对小鼠禁食(不禁水)12小时，眼球后静脉丛采血，离心，分离血清，用生化仪测定血清中的TG、CHO、HDL-C、LDL-C的含量。1.6统计学处理全部数据均用SPSS10.0统计软件进行处理，用单因素方差分析ANOVA(one-wayanalysisofvariance),以Duncans多种比较检验(Duncansmultiplerangetests)分析，实验结果以均值±标准误差(Mean士SE)表示，P<0.05具有显著性差异，PO.01具有极显著性差异。2.结果与分析2.1建模3周对小鼠糖耐量的影响由表8可以看出，建模3周后，与阴性对照组小鼠相比，糖调节受损模型组小鼠的糖耐量已经出现异常。低剂量组糖耐量曲线下面积与阴性对照组相比升高10.13%,具有显著差异。高剂量组30min和60min血糖分别上升10.91%和10.22%，具有显著差异。糖耐量曲线下面积与阴性对照组相比升高11.39%,具有显著差异。但是，小鼠血糖并没有达到糖尿病状态的标准值。因此，表明模型组小鼠已经处于正常状态向糖尿病发展过程中的糖调节受损状态，低剂量组和高剂量组都可以成功建立糖调节受损动物模型。<table>complextableseeoriginaldocumentpage16</column></row><table>注与NG相比#P<0.052.2建模三周后对小鼠血清血脂的影响由表9可以看出，建模3周后，与阴性对照组小鼠相比糖调节受损模型组小鼠的血清血脂已经出现异常。低剂量组和高剂量组小鼠的TC分别升高了76.58%和84.32%,具有极显著差异；LDL-C分别升高了60.00%和68.00%，具有极显著差异。表明高低剂量模型组小鼠已经处于高血脂的异常状态。<table>complextableseeoriginaldocumentpage16</column></row><table>NC}5.55±0.290.%±0.05MGFL9.80±0.75##1.33±0.13MCffH10.23±0.85##1.24±0.194.18±0.28注与NG相比##P<0.01实施例3l.材料和方法1.1试验动物30只SPF级ICR小鼠，20-22g，雄性，北京维通利华实验动物技术有限公司提供，合格证号SCXK(京)2007-0001。常规饲料成分碳水化合物64%，蛋白质20.6%,脂肪4.16%,纤维4.92%，购于北京动物实验中心。1.2试验方法动物甸养小鼠5只/笼，饲养于标准化动物房，适应环境lwk，自由釆水、采食，室内通风条件良好，正常昼夜12h变化，相对湿度50-70%，室温18-22°C。30只SPF级ICR小鼠随机分为3组，每组10只。第一组为阴性对照组(NG),第二组为低剂量模型组(MGL),第三组高剂量模型组(MGH)。在整个实验过程中，NG灌胃10%的吐温80,MGL和MGH分别给予蔗糖10%和30%,并灌胃脂肪乳状液(每100ml含30g动物油，1.5g胆固醇，10ml吐温80,乳化，加水配制而成)。1.3糖耐量试验按照上述方法喂养小鼠3周后进行糖耐量试验。具体方法如下小鼠禁食13h后按照0.2ml/kg体积灌胃葡萄糖，然后分别在灌胃后O，30,60和120分钟，小鼠尾静脉采血，用血糖仪测定其血糖值。计算血糖曲线下面积=0.25x0小时血糖+0.5x0.5小时血糖值+0.75x1小时血糖值+0.5x2小时血糖值。1.4血清与器官组织采样12周试验结東后，小鼠禁食13h，小鼠由眼球静脉丛采血。全血于4000xg,4。C离心15min，分离血清，-20°<:保存。摘取小鼠肝脏、腹部脂肪组织于含冰的生理盐水中快速漂洗，拭干，称重。迅速投入液氮，冷冻后移入-8(TC冰箱保存。1.5血脂指标测定于给药的第3周时，对小鼠禁食(不禁水)12小时，眼球后静脉丛采血，离心，分离血清，用生化仪测定血清中的TG、CHO、HDL-C、LDL-C的含量。1.6统计学处理全部数据均用SPSS10.0统计软件进行处理，用单因素方差分析ANOVA(one-wayanalysisofvariance),以Duncans多种比较检验(Duncansmultiplerangetests)分析，实验结果以均值±标准误差(Mean士SE)表示，PO.05具有显著性差异，P<0.01具有极显著性差异。2.结果与分析2.1建模3周对小鼠糖耐量的影响由表10可以看出，建模3周后，与阴性对照组小鼠相比，糖调节受损模型组小鼠的糖耐量已经出现异常。低剂量组糖耐量曲线下面积与阴性对照组相比升高10.97%,具有显著差异。高剂量组30min血糖上升15.76%,具有显著差异。糖耐量曲线下面积与阴性对照组相比升高10.97%,具有显著差异。但是，小鼠血糖并没有达到糖尿病状态的标准值。因此，表明模型组小鼠已经处于正常状态向糖尿病发展过程中的糖调节受损状态，低剂量组和高剂量组都可以成功建立糖调节受损动物模型。表10建模3周对小鼠糖耐量的影晌<table>complextableseeoriginaldocumentpage19</column></row><table>注与NG相比#P<0.052.2建模三周后对小鼠血清血脂的影响由表ll可以看出，建模3周后，与阴性对照组小鼠相比糖调节受损模型组小鼠的血清血脂已经出现异常。低剂量组和高剂量组小鼠的TC分别升高了71.17%和81.62%，具有极显著差异；LDL-C分别升高了60.00%和68.00%，具有极显著差异。表明高低剂量模型组小鼠已经处于高血脂的异常状态。表ll建模3周后对小鼠血清血脂的影响<table>complextableseeoriginaldocumentpage19</column></row><table>注与NG相比##P<0.01发明人还尝试用NIH小鼠，LACA小鼠，KM小鼠，Wistar大鼠，SD大鼠和Hamster鼠通过上述相同的方法建立糖调节受损模型，结果均获得了较稳定的糖调节受损模型。权利要求1、一种糖调节受损模型的建立方法，其采用SPF级小鼠或大鼠，在常规饲养的基础上，以糖溶液作为饮用水，同时灌胃脂肪乳状液，直至建立稳定的糖调节受损模型。2、根据要求1所述的糖调节受损模型的建立方法，其特征在于所述试验动物为ICR小鼠、NIH小鼠、LACA小鼠、KM小鼠、Wistar大鼠、SD大鼠或Hamster鼠。3、根据要求1所述的糖调节受损模型的建立方法，其特征在于所述糖溶液为果糖溶液、蔗糖溶液或它们的混合物。4、根据权利要求1所述的糖调节受损模型的建立方法，其特征在于所述糖溶液的浓度为5%—30%。5、根据权利要求4所述的糖调节受损模型的建立方法，其特征在于，所述果糖溶液浓度为5％一25%,蔗糖溶液浓度为10%—30%。6、根据权利要求1所述的糖调节受损模型的建立方法，其特征在于脂肪乳状液由动物油，胆固醇加水配制而成。7、根据权利要求6所述的糖调节受损模型的建立方法，其特征在所述动物油的饱和程度大于80%。8、根据权利要求6所述的糖调节受损模型的建立方法，其特征在于每100ml脂肪乳状液含动物油30g—50g。全文摘要本发明提供了一种建立糖调节受损模型的方法，该方法采用SPF级小鼠或大鼠，在常规饲养的基础上，以糖溶液作为饮用水，同时灌胃脂肪乳状液，直至建立稳定的糖调节受损模型。该方法简单、建模时间短，建模成本低。实验表明，通过本发明方法在3周内即可建立稳定可靠的糖调节受损模型。文档编号A61B19/00GK101342091SQ200810117970公开日2009年1月14日申请日期2008年8月18日优先权日2008年8月18日发明者于华强,峰周,张晓峰,张红娟,杨志伟,籍保平,高丰衣申请人:中国农业大学