本发明涉及兽药抗菌药物合理应用领域，特别是涉及一种抗菌药物头孢噻呋药动-药效同步模型的构建方法及其应用。
背景技术：
：：猪传染性胸膜肺炎(porcinecontagiouspleuropneumonia,pcp),称坏死性胸膜肺炎，是一种能引起出血、化脓性和纤维性胸膜肺炎的高度传染的呼吸道疾病，该病在世界范围内广泛分布，常呈地方性流行，能借助空气和动物接触传播。由于胸膜肺炎放线杆菌血清型高达16种，且各个国家及地区流行的优势血清型各不相同，发病动物有可能感染多个血清型。各种年龄段的猪均可感染发病，尤其以3月龄左右的猪发病率和死亡率最高，病原菌能够借助空气的流动和猪之间接触而传播。其临床症状为高热，无食欲和咳嗽。病理变化以纤维素胸膜肺炎和出血坏死性肺炎为主，常呈地方性流行，发病率在10％以上，最急性的死亡率可高达80％-100％，造成了持续的经济损失,严重地阻碍了世界养猪业的健康发展。其主要损失来自于急性暴发所引起的死亡，以及治疗费用的上升，增重降低，出栏时间延长等。近年来，由于抗菌药物的不规范使用以及滥用，导致细菌耐药性的快速产生及传播，很多细菌的耐受药物逐渐增多，且耐药比率亦是日益增高，有些对抗菌药物的耐药率甚至高达100％，目前临床上关于抗菌药物的用药亟需得到科学合理的规范，以减缓细菌耐药性产生和传播的速度。药代动力学-药效动力学(pharmacokinetic-pharmacodynamic,pk/pd)结合模型反映了药物的体内过程、药物对机体的效果以及随时间产生的变化之间的关系。将pk/pd结合模型用于临床抗菌药物给药方案制定优化，可以为抗菌药物用药方案的制定提供科学依据。迄今为止，关于抗菌药物pk/pd结合模型的研究已有很多报道，但是很多研究内容存在如下问题：(1)仅是停留在体内抗菌药物的吸收分布代谢消除上，忽略了pk/pd结合模型与抗菌药物给药方案及治疗效果之间的因果关系；(2)对于头孢噻呋临床用药，大多是采用推荐给药剂量，并没有一个具体的对猪胸膜肺炎放线菌的治疗方案。技术实现要素：本发明的目的是提供一种抗菌药物头孢噻呋药动-药效同步模型的构建方法，通过细菌对抗菌药物的体外药物敏感性检测、抗菌药物在实验动物体内的药代动力学研究，以及在半体内条件下的药效动力学研究，建立半体内pk/pd结合模型，为抗菌药物防耐药给药方案的制定提供参考标准，维持和保护抗菌药物临床治疗有效性。为实现上述目的，本发明提供了如下方案：本发明提供一种抗菌药物头孢噻呋药动-药效同步模型的构建方法，包括以下步骤：a、检测抗菌药物头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线杆菌的体外药物敏感性，得到mic分布范围；b、筛选具有致病性的菌株，建立疾病感染模型；c、对健康和患病动物进行药物给药，于给药前以及给药后不同时间点获取血浆样品，采用液相色谱法检测不同时间点所得血浆样品中的药物浓度，采用药代动力学软件计算相关的药代动力学参数；d、研究体外和半体内条件下抗菌药物对细菌的药效动力学：用不同时间点所得血浆测定半体内杀菌曲线，拟合体内中的药物浓度与杀菌效应之间的关系；通过半体内杀菌曲线类型选择相应的pk-pd参数，使用药代动力学软件模拟sigmoidemaxpk-pd模型方程模拟患病组和健康组血浆中药效学数据，得到不同抗菌效果为e＝0，e＝-3，e＝-4条件下的pk-pd靶值，分别获得不同抗菌效果为e＝0，e＝-3，e＝-4条件下的药物剂量得到最终的给药剂量；其中e＝0为抑菌作用；e＝-3为杀菌作用；e＝-4为清除作用；利用e＝0，e＝-3，e＝-4条件下的pk-pd靶值，通过血管外给药剂量计算公式(1)计算得到e＝0、-3、-4条件下的药用剂量；其中e＝0为抑菌作用；e＝-3为杀菌作用；e＝-4为清除作用；血管外给药剂量计算公式(1)如下：其中，dose为给药剂量；(auc24h/mic)ex为半体内pk-pd参数值；mic为头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线杆菌bw39菌株的最低抑菌浓度，cl/f为生物利用度校正过的体清除率，fu为游离药物浓度；e、利用mlxplore软件模拟和pk-pd模型来获得治疗剂量下猪胸膜肺炎放线杆菌随着体内药物浓度变化的生长趋势变化，确定给药间隔，由此获得头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线杆菌的给药方案。作为本发明的进一步改进，a步骤中所述用于敏感性检测的菌株来源于多地区疑似猪胸膜肺炎的病料。作为本发明的进一步改进，b步骤中所述具有致病性的菌株为由步骤a中得到的范围为mic90的猪胸膜肺炎放线杆菌。作为本发明的进一步改进，c步骤和d步骤所述拟合抗菌药物药动学特征和药物与杀菌效果之间的效应关系的软件是为winnonlin软件。。作为本发明的进一步改进，所述sigmoidemaxpk-pd模型方程为hill方程，用于表示半体内pk-pd参数与抗菌效果之间的对应关系，公式如下：其中：e表示细菌在各时间点血浆中培养24h后菌落减少的对数值；emax表示空白血浆接种培养细菌24h后与初始接种菌落对数值的差值；e0表示血浆中接种细菌培养24h后与初始接种菌落对数值的最大差值；c表示半体内参数值；ec50表示血浆样品中达到最大杀菌数一半时的半体内参数值；n代表hill系数；其中emax和e0可由半体内杀菌数据得到，ec50和n值由winnonlin软件模拟而来。本发明构建的pk/pd结合模型为半体内模型，即使用实验动物血浆为生物基质研究药效动力学。本发明还提供了如权利要求1-5任一项所述的抗菌药物头孢噻呋药动-药效同步模型的构建方法在临床上的应用。本发明公开了以下技术效果：以疾病模型为研究对象，使用winnonlin药代动力学软件工具，拟合抗菌药物在健康和患病动物体内的药代动力学和半体内药效动力学特征，建立半体内pk/pd结合模型，最终得到预防疾病、治疗疾病、彻底根除目的下的三种给药剂量，以期为临床抗菌药物的使用方案进行优化，缓解细菌耐药性的产生。利用mlxplore软件模拟和pk-pd模型来预测猪胸膜肺炎放线杆菌随着体内药物浓度变化的生长趋势变化，确定给药间隔。其原理是预测不同给药剂量和给药间隔下细菌的生长情况，从而判断不同给药方案和给药间隔对细菌生长变化的影响，由此得到头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线菌的给药方案。附图说明为了更清楚地说明本发明实施例或现有技术中的技术方案，下面将对实施例中所需要使用的附图作简单地介绍，显而易见地，下面描述中的附图仅仅是本发明的一些实施例，对于本领域普通技术人员来讲，在不付出创造性劳动的前提下，还可以根据这些附图获得其他的附图。图1为猪肌内注射盐酸头孢噻呋(5mg/kgb.w)血浆中半对数药时曲线；图2为头孢噻呋在血浆中的液相色谱图，左：空白血浆；右：血浆样品0.25ppm；图3为头孢噻呋在血浆中的标准曲线和工作曲线；图4为tsb肉汤中头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线杆菌bw39菌株的体外杀菌曲线；图5为头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线杆菌bw39菌株的半体内杀菌曲线，a：健康组b：患病组；图6为半体内pk-pd参数值和细菌对数变化模型拟合图及相关指数r2。具体实施方式下面将结合本发明实施例中的附图，对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。应理解本发明中所述的术语仅仅是为描述特别的实施方式，并非用于限制本发明。另外，对于本发明中的数值范围，应理解为还具体公开了该范围的上限值和下限值之间的每个中间值。在任何陈述值或陈述范围内的中间值以及任何其他陈述值或在所述的范围内的中间值之间的每个较小的范围也包括在本发明内。这些较小范围的上限值和下限值可独立地包括或排除在范围内。另外，为了更好地说明本发明的内容，在下文的具体实施例中给出了众多的具体细节。本领域技术人员应当理解，没有某些具体细节，本发明同样可以实施。在另外一些实施例中，对于本领域技术人员熟知的方法、手段未作详细描述，以便于凸显本发明的主旨。关于本发明的技术指标的测定方法均为本领域内使用标准方法，具体可参见最新的国家标准，除非另外说明。实施例11.1头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线杆菌药物敏感性的测定将冻干的菌种复苏传代，取单个菌落混悬于加血和nad的tsb肉汤培养基中增菌培养，待细菌达到生长对数期后方可进行药敏试验。试验前需将原菌液用0.5的麦氏标准比浊管(mcfarland)目测比浊制成1～2×108cfu/ml的细菌悬液，再用无菌tsb肉汤按1:100稀释以获得106cfu/ml接种量的工作菌液。将1440μg/ml的头孢噻呋标准储备液用灭菌加血清和nad的进行1:4、1:8、1:16等系列稀释，得到720、360、180、90、45、22.5、11.25、……0.075μg/ml的工作液，向已灭菌好的20mltsa琼脂中加入1ml的小牛血清和0.5mlnad，然后分别加入1ml各浓度的工作药液，每个浓度共22.5ml，轻柔翻转数次混匀，注意不可产生气泡，然后倾倒9cm的平板，凝固后即可得到含头孢噻呋浓度32、16、8、4、2、1、0.5、0.25、0.125、0.06、0.03、0.015、0.0075和0.00375μg/ml的琼脂平板。用多位点接种仪接种1-2μl制备好的菌液至每个平板表面，菌落数在104cfu/点左右，仔细操作，避免喷溅，另外需要准备两个不含药物的空白板作为对照，点种结束后，需要等到平板完全吸收接种物后，再放入37℃恒温培养箱中培养，24h后观察并记录mic值。根据敏感性检测结果可知(表1)，头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线菌的mic范围在0.0075～4μg/ml之间，mic90为0.5μg/ml。表1头孢噻呋对135株猪胸模费放线杆菌的最小抑菌浓度1.2头孢噻呋在健康和疾病模型猪体内的药代动力学研究给药试验猪分为健康组和患病组，每6头。正常饲养一周以适应环境，减少环境对猪产生的应激反应。正式试验前12h禁食，称重编号。按照临床推荐剂量5mg/kg·b.w单次颈部肌内注射头孢噻呋(速解灵)。血浆采样健康组和患病组猪只给药前均需采集空白血浆，给药后分别在0.33、0.66h、1、1.5、2、3、5、8、12、24、48、72和96h进行前腔静脉处采血5ml，血液经肝素钠抗凝处理，4℃3500r/min离心10min取上清血浆，标记置于-20℃保存。采集的血浆样品经前处理方法处理后，进行hplc检测分析，测得健康组和患病组不同时间点血浆中头孢噻呋药物浓度见表2，半对数药时曲线见图1。利用winnonlin数据处理软件中的房室模型对药时数据进行拟合，得到相应的药动学参数表3表2猪肌内注射头孢噻呋(5mg/kg)血浆中药物浓度(n＝6)表3猪肌内注射(5mg/kgb.w)头孢噻呋血浆药动学参数(n＝6)注：auc：药时曲线下面积；cmax：药物达峰浓度；tmax：药物达峰时间；t1/2：消除半衰期；ke：消除常数；cl：清除率；mrt：平均驻留时间；vz/f：表观分布容积使用高效液相色谱法测定血浆中头孢噻呋的浓度水平：色谱条件色谱柱：zorbaxstablebond-c18(4.6*150mm，5um)，流动相：0.1％三氟乙酸：乙腈(86:14：v:v)检测波长为266nm，流速为1ml/min，进样量为50μl，柱温30℃。样品前处理方法取0.5ml血浆加入7ml二硫赤藓糖醇(dte)缓冲液，50℃水浴15min，每隔5min涡旋一次。待水浴完后20min冷却至室温。hlb固相萃取小柱分别用甲醇3ml，水3ml活化。提取液上柱，2ml水溶液淋洗，甲醇3ml洗脱，收集洗脱液后，35℃氮吹至0.2ul以下，用三蒸水复溶到0.5ml。过0.22um有机滤膜后取50ul上柱。特异性和专一性取空白血浆样品、头孢噻呋标准工作液和添加一定药物浓度的血浆样品，按照样品前处理方法处理，进行hplc检测，重复测定5次。若头孢噻呋出峰时间附近无杂峰干扰，药物峰与杂峰分离良好，则说明该hplc方法特异性和专一性良好。检测限(lod)和定量限(loq)在空白血浆中加入一系列较低浓度的头孢噻呋，使血浆中的头孢噻呋浓度分别为1μg/ml、0.5μg/ml、0.1μg/ml、0.08μg/ml、0.05μg/ml、0.04μg/ml、0.03μg/ml，按照样品前处理方法处理后进行hplc检测。每个浓度样品5个平行，重复测定5d，取25次测定结果均值s和n，以达到s/n大于等于3时样品的最低浓度为该方法的lod，以达到s/n大于等于10时样品的最低浓度确定为该方法的lod。标准曲线和工作曲线取一定量头孢噻呋标准储备液，用流动相稀释成、0.1μg/ml、0.25μg/ml、0.5μg/ml、1μg/ml、2.5μg/ml、5μg/ml、10μg/ml和50μg/ml进行hplc检测。在血浆中加入一系列浓度的头孢噻呋，使血浆中的药物终浓度分别为0.1μg/ml、0.25μg/ml、0.5μg/ml、1μg/ml、2.5μg/ml、5μg/ml、10μg/ml和50μg/ml，经过样品前处理方法处理后进hplc检测。每种浓度每天重复测定5次，重复检测5d，将峰面积均值作纵坐标，对应浓度为横坐标，绘制计算标准曲线及血浆工作曲线和相关系数见图2。准确度和精密度准确度和精密度分别用回收率和变异系数进行表示。取空白血浆样品，添加一定浓度头孢噻呋，使得样品终浓度分别为0.1μg/ml、1μg/ml、5μg/ml、10μg/ml，按照样品前处理方法处理，进行hplc检测。同一天内每个浓度重复5次，取平均值，计算日内变异系数；每个浓度重复5d，计算日间变异系数；将测得的峰面积带入头孢噻呋标准曲线线性方程，求出对应的浓度真值，比较求得的真实值和理论值之间的差异，计算回收率见表4。表4猪血浆中头孢噻呋的准确度和精密度1.3头孢噻呋对致病性猪胸膜肺炎放线杆菌的药效学研究利用pcr方法鉴定猪胸膜肺炎放线杆菌毒力血清型，选择出一株具有致病性的mic90菌株。参照clsi推荐的微量肉汤稀释法测定头头孢噻呋对致病性猪胸膜肺炎放线杆菌菌的mic，质控菌株选择大肠杆菌atcc25922。体外mic的测定取200μl的药物浓度稀释为16μg/ml的头孢噻呋标准储备液，加入96孔板的第1列，吸取100μl的tsb肉汤分别加入96孔板的第2-10列。然后参照clsi文件介绍的稀释法步骤，从第1列加有储备液的孔中吸取100μl到第2列，混匀，从第2列吸取100μl混合液到第3孔，依次一直到第10孔，然后从第10孔中吸取100μl到第13孔，如此经二倍稀释为16.00μg/ml、8.00μg/ml、4.00μg/ml、2.00μg/ml、1.00μg/ml、0.5μg/ml、0.25μg/ml、0.125μg/ml、0.06μg/ml、0.03μg/ml、0.015μg/ml、0.0075μg/ml，将96孔板的第1-14列孔中分别加入100μl的菌液，其中第11孔为只含菌液不含药物的阳性对照孔，第15孔为只含培养基药物不含菌的阴性对照孔，放入37℃恒温培养箱中培养24小时后记录结果。每次设三个重复，重复三次试验，保证试验结果真实可靠。体外mbc的测定根据clsi的m26-ae号文件中推荐的方法进行测定，可与最小抑菌浓度实验同时进行。在测定mic的步骤中，将工作菌液10倍梯度稀释至适当浓度，取100μl接种与tsa琼脂平板上，放入37℃恒温培养箱中培养24小时后进行菌落计数，得到初始接种菌落数。然后将培养24h测定mic值的96孔板从培养箱中取出，移入无菌操作台中，从最低抑菌浓度以上无细菌生长的清亮孔中各取10μl直接转入或做10倍稀释后转入tsa琼脂平板上，放入37℃恒温培养箱中培养24小时后进行菌落计数。以刚好杀死99.9％的初始接种量的头孢噻呋药物浓度为最小杀菌浓度。实验重复三次，保证实验结果的可靠性。半体内mic和mbc的测定方法步骤同体外检测方法相同，只需将tsb肉汤替换成血浆即可。检测结果见下表5。头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线杆菌的mic在体外tsb肉汤中和血浆中分别为0.5和1μg/ml，在tsb肉汤和血浆中的mbc分都为1μg/ml。表5头孢噻呋对bw39菌株体外和半体内mic和mbc体外杀菌曲线体外杀菌曲线是在mic测定的基础之上采用琼脂平板计数方法进行检测。根据最低抑菌浓度的测定结果，取少量头孢噻呋标准储备液，先用tsb肉汤稀释至64mic，后进行倍比稀释，依次稀释为32mic、16mic、8mic、4mic、2mic、1mic、0mic系列浓度。后取不同浓度的头孢噻呋工作液3ml，加入到含有3ml1.5×108cfu/ml浓度备好的试验工作菌液细菌瓶中，混合均匀，此时药物浓度变为初始1/2倍，即依次为32mic、16mic、8mic、4mic、2mic、1mic、1/2mic、0mic。然后将细菌瓶置37℃恒温培养箱中培养，分别在0、1、2、4、6、8、12、24h各取0.1ml混合悬液经过适当稀释后进行涂板计数。然后将平板放于37℃恒温培养箱中培养24h后进行计数，最低检测限为10cfu，以所有时间点为横坐标，得到的细菌总数对数值为纵坐标，绘制不同浓度头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线菌bw39菌株的体外杀菌曲线(见图4)。半体内杀菌曲线半体内杀菌曲线是在采集的血浆的基础之上，采用琼脂平板计数方法进行检测。将冻存的细菌干粉复苏后，经传代培养至少两代后，挑取单个菌落至tsb肉汤中，待菌液生长至细菌生长对数期，将菌液和0.5的麦氏标准比浊管(mcfarland)比浊，用tsb培养基将菌液稀释至0.5麦氏比浊度，即细菌培养物的浓度大约为1.5×108cfu/ml，后用tsb培养基将比浊后的菌液稀释至1.5×106cfu/ml，即可用于半体内杀菌曲线试验的菌液。根据最低抑菌浓度的测定结果，取少量头孢噻呋标准储备液，先用tsb肉汤稀释至100μg/ml，取空白血浆，经过滤除菌后按照比例配制0、0.33、0.66、1、1.5、2、3、5、6、12、24、36、48、72和96h的含药血浆。后取各时间点的血浆0.5ml，添加10μl备好的菌液，混合均匀后，将细菌瓶放于37℃恒温培养箱中培养，分别在0、2、4、8、12、24h后取0.1ml混合悬液经过适当稀释后进行涂板计数。将平板置于37℃恒温培养箱中培养24h后进行计数，最低检测限为10cfu，以所有时间点为横坐标，得到的细菌总数对数值为纵坐标，绘制bw39菌株在血浆中的半体内杀菌曲线。将平板置于37℃恒温培养箱中培养24h后进行计数，最低检测限为10cfu。由结果(图5)可知血浆中头孢噻呋对猪胸膜肺炎放线杆菌bw39的杀菌效果随着时间的延长，表现出的杀菌能力也随之增强，当在4mic-8mic在4-8h时其杀菌效果已经达到最大。因此在半体内条件下，头孢噻呋对猪胸模费放线杆菌的杀菌效应呈现出时间依赖型。1.4sigmoidemaxpk-pd结合模型的构建由半体内杀菌数据可知，头孢噻呋在血浆中表现出来的杀菌效应具有时间依赖型和一定程度的浓度依赖型特点，因此对于半体内pk-pd参数的选择可通过参数值和细菌对数减少量之间模型拟合的相关系数r2来确定，结果见下图6。分析结果可知，(auc24h/mic)ex的相关性为0.9952。最终选择(auc24h/mic)ex参数值进行半体内pk-pd模型的拟合。半体内pk-pd模型的拟合是模拟健康组和患病组半体内杀菌曲线数据和对应的pk-pd参数值之间的关系，具体见下表6和7。其中，(auc24h/mic)ex是通过hplc检测得到的健康组和患病组血浆中不同时间点头孢噻呋药物浓度的平均值，然后乘以半体内培养时间24h再除以最低抑菌浓度。细菌对数减少值为健康组和患病组血浆中细菌培养24h后与0h之间的细菌对数变化量。表6健康组血浆半体内pk-pd参数值和抗菌效应值注：(auc24h/mic)ex为半体内pk-pd参数值；e为各时间点血液接种培养24h后菌落对数值的差值；表7患病组血浆半体内pk-pd参数值和抗菌效应值注：(auc24h/mic)ex为半体内pk-pd参数值；e为各时间点血浆接种培养24h后菌落对数值的差值；然后通过sigmoidemax模型，即hill方程来表明半体内pk-pd参数与抗菌效果之间的对应关系。公式如下：公式(2)中e表示细菌在各时间点血浆中培养24h后菌落减少的对数值；emax表示空白血浆接种培养细菌24h后与初始接种菌落对数值的差值；e0表示血浆中接种细菌培养24h后与初始接种菌落对数值的最大差值；c表示半体内参数值；ec50表示血浆样品中达到最大杀菌数一半时的半体内参数值；n代表hill系数。描述了半体内pk-pd参数值与效应e直线化后的斜率，决定s型曲线关系的陡度。其中emax和e0可由半体内杀菌数据得到，ec50和n值由winnonlin软件模拟而来。利用不同e值所对应的不同治疗效应来计算得到所对应的的pk-pd参数值。当e＝0时，表示培养前后细菌对数变化量无差异，可抑制细菌生长，起到预防作用；当e＝-3时，表示培养适当时间后可杀灭99.9％的细菌，起到治疗作用；当e＝-4时，表示培养适当时间后可杀灭99.99％的细菌，可根除病原菌，防止耐药菌的产生，起到根除作用。表8猪肌内注射(5mg/kgb.w)头孢噻呋血浆sigmoidemax模型拟合结果注：(auc24h/mic)exe为各时间点血浆接种培养24h后菌落对数值的差值；emax为空白血浆接种培养24h后与初始接种菌落对数值的差值；e0为血浆样品接种培养24h前后与初始接种菌落对数值的最大差值；c为半体内pk-pd参数值；ec50为血浆样品中产生50％最大杀菌作用时半体内pk-pd参数值；n为hill系数，描述半体内pk-pd参数值与效应e直线化后的斜率，决定s型曲线关系的陡度；通过sigmoidemax模型方程可以计算出抗菌药物达到不同抗菌效果时所需的pk-pd模型参数值(见上表8)，带入剂量计算公式即可算出抗菌药物浓度达到不同抗菌效果(预防、治疗、根除)所需要的给药剂量。得到不同给药目的下的剂量，具体见下表9。最终得到预防、治疗、清除给药剂量分别为1.37、2.61、3.64mg/kgb.w。剂量计算公式如下：公式(1)中auc24/mic值为当e＝0(抑菌)时所对应的pk-pd参数值；mic为测定的最低抑菌浓度；cl/f为生物利用度校正过的体清除率；fu为药物游离度。表9不同给药目的下头孢噻呋给药剂量通过给药方程分别得到健康组和患病组分别在预防，治疗和清除的给药剂量，根据体外和半体内杀菌曲线结果当药物浓度大于4mic的时候能够完全杀死细菌，根据半对数药时曲线得知其大于4mic的时间差不多在24小时左右，所以最终为3mg/kg·bw，一天一次，连续三天。本发明中，mlxplore软件、winnonlin软件的使用方法和工作原理均为本领域的公知常识，本发明应用的也是两个软件的常规的功能模块，实现的也是常规技术效果，且这两款软件并非发明要点，其工作过程在此不做赘述。以上所述的实施例仅是对本发明的优选方式进行描述，并非对本发明的范围进行限定，在不脱离本发明设计精神的前提下，本领域普通技术人员对本发明的技术方案做出的各种变形和改进，均应落入本发明权利要求书确定的保护范围内。当前第1页12当前第1页12