本发明属于食品领域，特别涉及一种含人参的饮料及其制备方法。
背景技术：
：现代社会生活节奏快，压力大，亚健康人群数量高增长，故此人们对健康的需求和关注都越来越高。免疫是保持自身健康的一种非常重要的生理功能。如人体免疫系统遭到破坏，或者自身免疫功能较弱，则容易生病，特别是一些经历大病后的病人，自身免疫功能可能较低，容易生病。因此，人们为了提升自身免疫力，保持健康，往往会补充一些功能性的食品，起到促进自身免疫力的作用。现有技术中的功能性的食品，例如养生酒也逐步融入人们的生活中。然而市面上的功能性的食品种类繁多，具体的效果，或者可能引起的副作用一般很少进行试验。因而，这些功能性的食品对人体的健康存在一些潜在的风险。另外，现有技术中也有报道一些含人参的食品，但具体的效果或者潜在风险却未给出。因此，提供一种含人参的饮料，且其提高机体免疫力的效果具体，是十分有必要的。技术实现要素：针对现有技术的不足，本发明提供一种含人参的饮料及其制备方法。本发明对所述含人参的饮料进行了动物实验，验证了所述含人参的饮料在提高免疫力方面的功效。本发明所述含人参的饮料具有显著提高机体免疫力的功效。一种含人参的饮料，按重量份数计，包括以下组分：所述酒含有吡嗪类物质；所述低聚半乳糖的分子结构是在半乳糖或葡萄糖分子上连接1-7个半乳糖基。优选的，一种含人参的饮料，按重量份数计，包括以下组分：所述酒含有吡嗪类物质。优选的，所述吡嗪类物质为2,5-二甲基吡嗪。优选的，所述多酚为植物多酚，例如茶多酚。优选的，所述酒中，按质量分数计，所述吡嗪类物质的含量为0.01-0.5％。优选的，所述酒还含有酸和酯。优选的，所述酸选自己酸、丙酸、丁酸中的至少一种。优选的，所述酯选自己酸乙酯、乳酸乙酯、月桂酸乙酯、癸酸乙酯中的至少一种。优选的，所述酒中，按质量分数计，所述酸的含量为0.01-1％。优选的，所述酒中，按质量分数计，所述酯的含量为0.01-2％。优选的，所述酒中，按体积分数计，乙醇的的含量为10-35％。进一步优选的，所述酒中，按体积分数计，乙醇的的含量为15-25％。更优选的，所述酒中，按体积分数计，乙醇的的含量为15-20％。优选的，所述酒中还含有正丁醇、正己醇或正戊醇，含量低于0.1％。优选的，所述人参浸提液为野山参浸提液。一种含人参的饮料的制备方法，包括以下步骤：(1)将人参浸泡在酒中，获得人参浸提液，然后混合人参浸提液，制得混合物，备用；(2)向步骤(1)制得的混合物中加入低聚半乳糖、酒和多酚，制得本发明所述的含人参的饮料。优选的，浸泡的次数为2-5次。优选的，所述浸泡的温度为15-30℃，浸泡的时间为18-24天。具体的，一种含人参的饮料的制备方法，包括以下步骤：(1)将人参浸泡在酒中，于15-30℃下保持18-24天，获得人参浸提液a和浸泡后的人参，然后再将浸泡后的人参浸泡在酒中，于15-30℃下保持18-24天，获得人参浸提液b和浸泡后的人参，最后再将浸泡后的人参浸泡在酒中，于15-30℃下保持18-24天，获得人参浸提液c，混合人参浸提液a、人参浸提液b、人参浸提液c，制得混合物，备用；(2)向步骤(1)制得的混合物中加入低聚半乳糖、酒和多酚，制得本发明所述的含人参的饮料。优选的，浸泡的温度为25℃，浸泡的时间为21天，浸泡的次数为3次。优选的，步骤(1)中浸泡的过程中，人参与酒的质量比为1:6-8。优选的，步骤(1)中获得人参浸提液a的过程中，人参与酒的质量比为1:8，获得人参浸提液b的过程中，人参与酒的质量比为1:8，获得人参浸提液c的过程中，人参与酒的质量比为1:6。优选的，步骤(2)之后还包括灌装、包装过程(灌装、包装过程为常规技术)。相对于现有技术，本发明的有益效果如下：(1)本发明所述含人参的饮料由于所述人参、酒和低聚半乳糖的共同作用，使得制备得到的饮料可显著提高动物的免疫力。特别是步骤(1)中浸泡条件的选择，使得所述饮料可显著提高动物的免疫力。(2)将本发明所述含人参的饮料作用于人体，可显著提高人的免疫力。具体实施方式为了让本领域技术人员更加清楚明白本发明所述技术方案，现列举以下实施例进行说明。需要指出的是，以下实施例对本发明要求的保护范围不构成限制作用。实施例1一种含人参的饮料，按重量份数计，包括以下组分：所述酒含有吡嗪类物质；所述低聚半乳糖的分子结构是在半乳糖或葡萄糖分子上连接1-7个半乳糖基。所述吡嗪类物质为2,5-二甲基吡嗪。所述酒中，按质量分数计，所述吡嗪类物质的含量为0.01％。所述酒还含有酸和酯。所述酸为己酸。所述酯为己酸乙酯。所述酒中，按质量分数计，所述酸的含量为0.02％。所述酒中，按质量分数计，所述酯的含量为0.01％。所述酒中，按体积分数计，乙醇的的含量为15％。一种含人参的饮料的制备方法，包括以下步骤：(1)将人参浸泡在酒中，于20℃下保持18天，获得人参浸提液a和浸泡后的人参，然后再将浸泡后的人参浸泡在酒中，于20℃下保持18天，获得人参浸提液b和浸泡后的人参，最后再将浸泡后的人参浸泡在酒中，于20℃下保持18天，获得人参浸提液c，混合人参浸提液a、人参浸提液b、人参浸提液c，制得混合物，备用；(2)向步骤(1)制得的混合物中加入低聚半乳糖、酒和茶多酚，制得所述的含人参的饮料。步骤(1)中获得人参浸提液a的过程中，人参与酒的质量比为1:8，获得人参浸提液b的过程中，人参与酒的质量比为1:8，获得人参浸提液c的过程中，人参与酒的质量比为1:6。实施例2一种含人参的饮料，按重量份数计，包括以下组分：所述酒含有吡嗪类物质；所述低聚半乳糖的分子结构是在半乳糖或葡萄糖分子上连接1-7个半乳糖基。所述吡嗪类物质为2,5-二甲基吡嗪。所述酒中，按质量分数计，所述吡嗪类物质的含量为0.05％。所述酒还含有酸和酯。所述酸为丙酸和丁酸。所述酯为乳酸乙酯、月桂酸乙酯、癸酸乙酯中的至少一种。所述酒中，按质量分数计，所述酸的含量为0.06％。所述酒中，按质量分数计，所述酯的含量为1％。所述酒中，按体积分数计，乙醇的的含量为15％。所述人参浸提液为野山参浸提液。一种含人参的饮料的制备方法，包括以下步骤：(1)将野山参浸泡在酒中，于25℃下保持21天，获得野山参浸提液a和浸泡后的野山参，然后再将浸泡后的野山参浸泡在酒中，于25℃下保持21天，获得野山参浸提液b和浸泡后的野山参，最后再将浸泡后的野山参浸泡在酒中，于25℃下保持21天，获得野山参浸提液c，混合野山参浸提液a、野山参浸提液b、野山参浸提液c，制得混合物，备用；(2)向步骤(1)制得的混合物中加入低聚半乳糖、酒和茶多酚，制得所述的含人参的饮料。步骤(1)中获得野山参浸提液a的过程中，野山参与酒的质量比为1:8，获得野山参浸提液b的过程中，野山参与酒的质量比为1:8，获得野山参浸提液c的过程中，野山参与酒的质量比为1:6。步骤(2)之后还包括灌装、包装过程(灌装、包装过程为常规技术)。实施例3一种含人参的饮料，按重量份数计，包括以下组分：所述酒含有吡嗪类物质；所述低聚半乳糖的分子结构是在半乳糖或葡萄糖分子上连接1-7个半乳糖基。所述吡嗪类物质为2,5-二甲基吡嗪。所述酒中，按质量分数计，所述吡嗪类物质的含量为0.5％。所述酒还含有酸和酯。所述酸为丁酸。所述酯为月桂酸乙酯和癸酸乙酯。所述酒中，按质量分数计，所述酸的含量为0.8％。所述酒中，按质量分数计，所述酯的含量为1.8％。所述酒中，按体积分数计，乙醇的的含量为25％。一种含人参的饮料的制备方法，包括以下步骤：(1)将人参浸泡在酒中，获得人参浸提液，然后混合人参浸提液，制得混合物，备用；(2)向步骤(1)制得的混合物中加入低聚半乳糖、酒和茶多酚，制得本发明所述的含人参的饮料。步骤(1)中浸泡的次数为4次。所述浸泡的温度为30℃，浸泡的时间为22天。步骤(1)中浸泡的过程中，人参与酒的质量比为1:6-8。对比例1与实施例2相比，对比例3中不含低聚半乳糖，其他组分和制备过程与实施例2相同。对比例2与实施例2相比，对比例2中的制备过程步骤(1)中的浸泡的温度为50℃，浸泡的时间为15天，浸泡的次数为3次。其余制备过程与实施例2相同。产品效果测试实验动物：icr小鼠(由浙江省实验动物中心提供)，spf级；雄性，320只，体重18-22g。动物质量合格证号为1811280008。实验环境：室温20-25℃，相对湿度40-70％。实验组为将实施例2和对比例1制备的饮料按照2.78ml/kg(相当于60kg人体推荐摄入量的10倍)的剂量给小鼠，连续一个月，每天给小鼠口服一次。另设置空白对照组(即服用等量的蒸馏水)和只口服等量的本发明所述的酒(乙醇的体积分数为15％)对照组。实验1：绵羊红细胞(srbc)诱导小鼠dth实验(足跖增厚法)各组灌胃给予受试物(即分别为实施例2制备的饮料，对比例1制备的饮料，等量的蒸馏水，等量的本发明所述的酒)，每天一次，连续一月。在试验结束前5天，每只鼠腹腔注射0.2ml2％(体积分数，用生理盐水配制)压积绵羊红细胞(srbc)悬液，进行免疫。免疫后4天，测量足跖部厚度，然后在测量部位皮下注射20％(srbc)，每只鼠20微升(约1×108srbc)，注射后24h测定左后足跖部厚度，同一部位测量三次，取平均值。以攻击前后足跖厚度差值(足跖肿胀度)来表示dth的程度。结果如表1所示(表中为统计的平均值)。表1：组别动物数(n)左后足跖部厚度差(cm)实施例2100.111对比例1100.080空白对照组100.059酒对照组100.085从表1所示的左后足跖部厚度差差值可以看出，通过左后足跖部厚度差值越大，可以判断小鼠的免疫功能越强。实验2：cona诱导小鼠脾淋巴细胞转化试验(mtt法)各组动物连续灌胃一个月后，颈椎脱臼法处死动物，无菌取脾，置于盛有适量无菌hank’s液(用于制备单个细胞悬浮液)的小平皿中，研磨脾脏，制成单个细胞悬液，经200目筛网过滤，用hank’s液洗2次，每次离心10min(1000r/min)，然后将细胞悬浮于1mlrpmi1640完全培养液中，台酚兰染色计数活细胞数(均在95％以上)，用rpmi1640(用于培养细胞)完全培养液调整细胞浓度为3×106个/ml。将细胞悬液分两孔加入24孔培养板中，每孔1ml，一孔加75μlcona液(用于诱导小鼠脾淋巴细胞转化)(100μg/ml)，另一孔作为对照，置37℃、5％co2培养箱中培养72h。培养结束前4h，每孔轻轻吸去上清液0.7ml，加入0.7ml不含小牛血清的rpmi1640培养液，同时加入mtt(用于检测细胞的一种试剂)(5mg/ml)50μl/孔，继续培养4h。培养结束后，每孔加入1ml酸性异丙醇，吹打混匀，使紫色结晶完全溶解。将溶解液移入96孔培养板中，每孔做三个平行孔，用酶标仪在波长570nm下测定各孔吸光度值。最后用加cona液孔的光密度值减去不加cona液孔的光密度值代表淋巴细胞的增殖能力，结果如表2所示(表中为统计的平均值)。表2：组别动物数(n)光密度差值实施例2100.702对比例1100.122空白对照组100.120酒对照组100.192从表2可以看出，服用实施例2制备的饮料的小鼠的淋巴细胞的增殖能力最强。实验3：小鼠血清溶血素测定(血凝法)各组动物连续灌胃一个月，实验结束前5天，制备2％(v/v)的srbc悬液，每只鼠腹腔注射0.2ml进行免疫，5d后小鼠摘取眼球取血离心收集血清。血清倍比稀释后，将不同稀释度的血清放在微量血凝扳内，每孔100μl，再加入100μl0.5％srbc悬液，混匀，放入湿润的平盖内，加盖，温箱孵育3h，观察血球凝集程度，计算抗体积数平均值，结果如表3所示(表中为统计的平均值)。表3：组别动物数(n)抗体积数平均值实施例210131对比例110107空白对照组10106酒对照组10109从表3可以看出，服用实施例2制备的饮料的小鼠的抗体积数平均值最大，表明小鼠的免疫能力最强。实验4：小鼠碳廓清试验各组动物连续灌胃一个月后，每鼠尾静脉注入4倍稀释的印度墨汁(0.1ml/10g·bw)，待墨汁注入，立即计时。注入墨汁后2min及10min分别从眼内眦静脉丛取血20μl，并将其加到2ml0.1％na2co3溶液中，用酶标仪在600nm波长处测光密度值，并取胸腺、肝、脾称重，利用光密度值、肝重和脾重计算吞噬指数(吞噬指数越大，代表免疫能力越强)，结果如表4所示(表中为统计的平均值)。表4：组别动物数(n)吞噬指数实施例2106.586对比例1105.306空白对照组105.186酒对照组105.710从表4可以看出，服用实施例2制备的饮料的小鼠的吞噬指数最大，表明小鼠的免疫能力最强。实验5：小鼠腹腔巨噬细胞吞噬鸡红细胞实验(滴片法)各组动物连续灌胃一个月，小鼠巨噬细胞的激活：实验前4天给每只小鼠腹腔注射2％压积羊血红细胞0.2ml。4天后腹腔注射加小牛血清的hank’s液4ml/只，用颈椎脱臼法处死小鼠，轻轻按揉腹部20次，以充分洗出腹腔巨噬细胞，然后将腹壁剪开一个小口，用胶头吸管吸取腹腔洗液2ml于试管内(或用注射器)。用1ml加样器吸取腹腔洗液0.5ml加入盛有0.5ml1％鸡血红细胞悬液的试管内，混匀。用注射器吸取0.5ml混合液，加入玻片的琼脂圈内。放置孵箱内37℃孵育15-20分钟。孵育结束后迅速用生理盐水将未贴壁细胞冲掉，于甲醇液中固定1分钟，giemsa液(姬姆萨染液)染色15min。用蒸馏水冲洗干净，晾干，用40×显微镜计数吞噬率和吞噬指数，结果如表5所示。表5：组别动物数(n)吞噬率吞噬指数实施例21035.80.43对比例11027.40.34空白对照组1026.50.33酒对照组1026.20.32从表5可以看出，服用实施例2制备的饮料的小鼠的吞噬率和吞噬指数最大，表明小鼠的免疫能力最强。实验6：nk细胞活性测定(ldh测定法)各组动物连续灌胃一个月后，颈椎脱臼处死小鼠，无菌取脾，置于盛有适量无菌hank’s液的小平皿中，撕碎脾脏，制成单细胞悬液，经200目筛网过滤，用hank’s液洗2次，每次离心10min(1000r/min)，弃上清将细胞浆弹起，加入0.5ml灭菌水20秒，裂解红细胞后再加入0.5ml2倍hank’s液及8mlhank’s液，离心10min(1000r/min)，用含10％小牛血清rpmi1640完全培养液重悬，1％冰乙酸稀释后计数，台酚兰染色计数活细胞数(均在95％以上)，用rpmi1640完全培养液调整细胞浓度为2×107个/ml。试验前24h将靶细胞(yac-1细胞)传代培养，应用前以hank’s液洗3次，用rpmi1640完全培养液调整细胞浓度为4×105个/ml。取yac-1细胞和脾细胞各100μl(效靶比50:1)加入u型96孔培养板中，yac-1细胞自然释放孔加yac-1细胞和培养液各100μl，yac-1细胞最大释放孔加yac-1细胞和2.5％triton(细胞裂解液)各100μl，上述各项均设三个平行孔，于37℃、5％co2培养箱中培养4h，然后将96孔培养板以1500r/min离心5min，每孔吸取上清液100μl置平底96孔培养板中，同时加入ldh(乳酸脱氢酶)基质液100μl，反应8min，每孔加入1mol/l的hcl30μl，在酶标仪490nm处测定光密度值，计算nk细胞(自然杀伤细胞，是机体重要的免疫细胞)活性，结果如表6所示。表6：组别动物数(n)nk细胞活性实施例21038.1对比例11032.5空白对照组1030.2酒对照组1032.2从表6可以看出，服用实施例2制备的饮料的小鼠的nk细胞活性最大，表明小鼠的免疫能力最强。另外，相同条件下，服用对比例2制备的饮料，小鼠的nk细胞活性的值为35.2。综上所述，本发明制备得到的饮料可显著提高小鼠的免疫功能。且大量长期服用不会引起中毒现象，可见本发明制备的饮料安全。当前第1页12