，他们的作用方向、作用程度都不相同。诱导植物体细胞胚发生的 因素众多，但它们的作用程度不尽相同，各种因子通过转录与翻译水平复杂而精确地调控， 使体细胞胚发生的相关基因在时间上和空间上得W选择性激活和表达，只有各种因素配合 使用时才能快速、高效地诱导出体细胞胚。
[0030] 外植体的生理状态和发育程度都直接影响体细胞胚的发生，一般生理代谢旺盛而 分化程度较低的组织有利于体细胞胚的诱导，叶片相较于花芽、花药、子叶、子房中的合子 胚，各种单细胞，游离的小抱子、原生质体W及体细胞胚本身的分化程度都高，做体细胞诱 导的难度也更大。
[0031] 发明人综合考虑影响国槐叶片体细胞胚发生的各种因素，围绕提高再生率、增加 出芽，提高植株移栽成活率等目的，设计了本发明的繁殖方法，该方法相较于其他的方法再 生率高、出芽多，植株移栽成活率可达到95% W上，种苗生长健壮，不但可有效解决优良种 苗种质退化问题，还可为国槐遗传转化或诱变育种提供一个理想的受体系统
[0032] 使用本发明的培养基繁殖国槐幼苗，可省去先建立国槐快繁再生体系运一步骤， 大大节省时间。
【附图说明】
[0033] 图1离体叶片划伤口；
[0034] 图2经过暗培养形成胚性愈伤组织；
[0035] 图3光照培养形成黏性愈伤组织；
[0036] 图4愈伤组织诱导出丛生芽；
[0037] 图5切割丛生芽进行快繁培养；
[003引图6长成小苗；
[0039] 图7小苗生根；
[0040] 图8移栽到花盆中炼苗；
[0041 ]图9成活后花盆中单株种植。
【具体实施方式】
[0042] 下面结合附图与实施例对本发明作进一步说明。
[0043] MS包括常量营养元素、微量营养元素和有机试剂。
[0044] 所述的常量营养元素的组分和其对应的浓度如下：硝酸钟1900mg/L，硝酸锭 1650mg/L，屯水硫酸儀370mg/L，无水憐酸二氨钟170mg/L，二水氯化巧440mg/L，乙二胺四乙 酸二钢37.3mg/L，屯水硫酸亚铁27.8mg/L。
[0045] 所述的微量营养元素的组分和其对应的浓度如下：四水硫酸儘22.3mg/L，硫酸锋 8.6mg/L，棚酸6.2mg/L，舰化钟0.83mg/L，钢酸钢0.25mg/L，硫酸铜0.025mg/L，氯化钻 0.025mg/L〇
[0046] 所述的有机试剂的组分和其对应的浓度如下：盐酸硫胺素 lOmg/L，烟酸l.Omg/L， 盐酸化唉醇1 .Omg/L，肌醇lOOmg/L。
[0047] 实施例一.
[0048] 选取生长健壮、性状表现优良的单株，取其无病虫害的当年生嫩枝，除去多余的茎 叶，用洗洁精仔细清洗后，流水冲洗1小时，清洗干净后，切割成适当大小准备消毒。
[0049] 将试材置于超净工作台上，用70%的酒精消毒30s，无菌水冲洗3次，再用0.1%升 隶灭菌lOmin，无菌水冲洗5次，用灭菌滤纸吸干水分，然后剪取Icm左右带一个蔽芽或顶芽 的茎段，垂直插入芽启动培养基(MS+5. Og/L琼脂+30g/L薦糖，抑值5.8)中。每瓶接种3个茎 段，诱导顶芽和蔽芽萌发。经过15d的培养，茎段蔽芽或顶芽开始萌动，茎尖明显伸长，40d左 右芽点可长成2cm左右的新梢。
[0050] 将诱导出的新梢，切下接种在试管苗增殖培养基(MS+2.0mg/L BA+2.0mg/L IBA+ 5. Og/L琼脂+30g/L薦糖，pH值5.8)中。一般茎基部有少量愈伤产生并从愈伤处长出2~3个 小芽，25d继代1次，通过连续几次继代培养，可获得试验所需无菌试管苗。
[0051] W试管苗第3到第6片展开叶片为材料，叶片带短叶柄，叶片背面朝上放置在培养 皿中，用手术刀片垂直于叶片主脉轻轻划3刀，不要划至叶边缘。叶背朝下紧贴培养基放置， 接种在体胚诱导培养基（MS+3.0mg/L 2,4-D+0.5mg/L BA+0.5mg/L NAA+O.lmg/L TDZ+ 0.5mg/L谷氨酷胺+0.5mg/L CH(水解酪蛋白）+5.Og/L琼脂+30g/L薦糖，pH值5.8)中。暗培养 30d，诱导体胚的形成。开始，叶片慢慢变硬变厚，逐渐形成愈伤组织，经过30d的暗培养，外 植体变为浅黄色黏状愈伤组织。
[0052] 将上述愈伤组织转接到不定芽诱导培养基(MS+0.3mg/L BA+0.1 mg/L NAA+0.5mg/ L谷氨酷胺+0.5mg/L CH(水解酪蛋白）+5. Og/L琼脂+30g/L薦糖，pH值5.8)中。放入溫度白天 25± 2°C，夜晚20± 2°C，光照强度1000~15001X，光照时间16h/d的培养室中培养，愈伤组织 逐渐增殖。在此环境中培养90d，中间用同种培养基继代两次。继代一次后，愈伤组织出现绿 色的芽点。再继续继代一次，绿色的芽点逐渐长成1~2cm的小苗。
[0053] 将小苗从基部切下，转入壮苗培养基(MS+5. Og/L琼脂+30g/L薦糖，pH值5.8)中，进 行壮苗培养。培养环境同上。大约培养25d，小苗长至3~4cm高。
[0054] 将小苗从基部剪下，去除小苗下半部分的叶片，插入生根培养基（1/2MS+0.1 mg/L IBA+0.05mg/L NAA+5 . Og/L琼脂+20g/L薦糖，pH值5.8)中。12d左右，小苗基部有根原基长 出，15d，有新根长出，待新根长至0.5cm W上时，即可炼苗移栽。
[0055] 首先将试管苗封口膜绑绳松开，在培养室适应1~2d，转入遮光度50%的溫室中 (不要通风），去掉封口膜，炼苗2~3d，待小苗气孔可自主开合后，用綴子轻轻将小苗夹出， 清水洗去基部残留的培养基，移栽到装有混合育苗基质的花盆中，利用间歇喷雾装置或人 工喷水保持相对湿度在80 % W上，如此驯化炼苗5~IOd后，长出新根，新芽萌出，逐渐减少 诱水次数并进行常规管理。
[0056] 花盆混合育苗基质的成分W体积比计为:珍珠岩:银末:腐殖± = 30:30:40。
[0057] 所述繁殖过程中的发育情况如图1-图9所示。
[005引按照该实施例的结果如下表：
[0060] 实施例二：
[0061] 选取生长健壮、性状表现优良的单株，取其无病虫害的当年生嫩枝，除去多余的茎 叶，用洗洁精仔细清洗后，流水冲洗1小时，清洗干净后，切割成适当大小准备消毒。
[0062] 将试材置于超净工作台上，用70%的酒精消毒40s，无菌水冲洗4次，再用0.1%升 隶灭菌12min，无菌水冲洗6次，用灭菌滤纸吸干水分，然后剪取Icm左右带一个蔽芽或顶芽 的茎段，垂直插入芽启动培养基(MS+5. Og/L琼脂+30g/L薦糖，抑值5.8)中。每瓶接种3个茎 段，诱导芽萌发。经过18d的培养，茎段蔽芽或顶芽开始萌动，茎尖明显伸长，44d左右芽点可 长成2cm左右的新梢。
[0063] 将诱导出的新梢，切下接种在试管苗增殖培养基(MS+l.Omg/L BA+l.Omg/L IBA+ 5. Og/L琼脂+30g/L薦糖，pH值5.8)中。一般茎基部有少量愈伤产生并从愈伤处长出2~3个 小芽，25d继代1次，通过连续几次继代培养，可获得试验所需无菌试管苗。
[0064] W试管苗第3到第6片展开叶为外植体，叶片带短叶柄，叶片背面朝上放置在培养 皿中，用手术刀片垂直于叶片主脉轻轻划3刀，不要划至叶边缘。叶背朝下紧贴培养基放置， 接种在体胚诱导培养基（MS+4.0mg/L 2,4-D+0.7mg/L BA+0.7mg/L NAA+0.4mg/L TDZ+ 0.8mg/L-谷氨酷胺+0.8mg/L CH(水解酪蛋白）+巧.Og/L琼脂+30g/L薦糖，pH值5.8)中。经 过28d的暗培养，外植体由绿色的叶片变为浅黄色黏状愈伤组织。
[0(?日]将上述愈伤组织转接到不定芽诱导培养基(MS+0.4mg/L BA+0.2mg/L NAA+0.8mg/ L谷氨酷胺+0.8mg/L CH(水解酪蛋白）+5. Og/L琼脂+30g/L薦糖，pH值5.8)中。放入溫度白天 25± 2°C，夜晚20± 2°C，光照强度1000~15001X，光照时间16h/d的培养室中培养，愈伤组织 逐渐增殖。在此环境中培养80d，中间用同种培养基继代两次。继代一次后，愈伤组织出现绿 色的芽点。再继续继代一次，绿色的芽点逐渐长成1~2cm的小苗。
[0066] 将小苗从基部切下，转入壮苗培养基(MS+5. Og/L琼脂+30g/L薦糖，pH值5.8)中，进 行壮苗培养。培养环境同上。大约培养25d，小苗长至3~4cm高。
[0067] 将小苗从基部剪下，去除小苗下半部分的叶片，插入生根培养基（1/2MS+0.3mg/L IBA+0.03mg/L NAA+5 . Og/L琼脂+20g/L薦糖，pH值5.8)中。IOd左右，小苗基部有根原基长 出，13d，有新根长出，待新根长至0.5cm W上时，即可炼苗移栽。
[0068] 首先将试管苗封口膜绑绳松开，在培养室适应1~2d，转入遮光度50%的溫室中 (不要通风），去掉瓶盖，炼苗2~3d，待小苗气孔可自主开合后，用綴子轻轻将小苗夹出，清 水洗去基部残留的培养基，移栽到装有混合育苗基质的花盆中，利用间歇喷雾装置或人工 喷水保持相对湿度在80% W上，如此驯化炼苗5~IOd后，长出新根，新芽萌出，逐渐减少诱 水次数并进行常规管理。