acer)、408:校准器(aligner)。
[0146]图11为本发明的微型投药器内部结构的示意图。403a:内部注入弹簧(innerinjecting spring)、403b:挤压弹簧(extract ing spring)，403c:外部挤压弹簧(outerextracting spring)、404:按钮(botton)，406:柱体、407:间隔物(spacer)、409:辅助管、409a:斜面(slope)、410:连接管、410a:销通孔(pin hole)、411:连接管。
[0147]图12为本发明的微型投药器本体部(bodypart)的示意图。402:本体部、402a:槽
[0148]图13为表示本发明的微型投药器的模型及其操作方法的示意图。a、微型投药器使用3个弹簧来用于柱体的注入或排放。注入弹簧(injecting spring)加力使柱体到达至在装置的外部的皮肤。相反地，2个挤压弹簧(extracting springs)之一包围着注入弹簧403c，其余之一位于微型投药器的下部403b，使柱体向本体部(housing)内部返回。柱体长度校准器(aligner)408用于调节微针(DMNs)的插入深度。b、表示包括于微型投药器的顶端部(top part)的3 X 3DMN阵列。在使用微型投药器时，为了从基层(base)分离DMN阵列，柱体通过通孔(holes)进行移动。可利用间隔物的高度及数量来调节柱体的插入长度，且可调节微针的皮肤插入深度。c、在微针的物理性分离中，表示通孔的位置及与柱体的阵列。微针的下部宽度(width)稍微大于通孔。因此，微针微弱地与主层上相接触。CMC层提供用于制造微针的基层(base)。并且，保护层仅仅使微针从主层进行分离，而不是周围的CMC层。d、微型投药器排放柱体，并通过注入弹簧来将微针向皮肤插入。接着，柱体借助2个压出弹簧，自动地向微型投药器返回。微针不附着于柱体，因此整体性的插入及去除过程在1秒钟之内完成，且微针在皮肤中迅速溶解。e、微针完全地插入于皮肤，并迅速溶解。
[0149]图14示出使用高速摄像机拍摄插入20%聚丙烯酰胺凝胶内的过程的照片。a，表示向皮肤插入50μηι深度的DMNs。在0.5秒钟内完成完全地插入，插入深度约为δΟμηι。!^，与插入50μηι时不同，插入2.5mm，DMNs插入胶内约3mm。DMNs不会附着于过滤器，且在从过滤器出来时即刻完成分离。
[0150]图15示出为了确认微型投药器的准确性及再现性，插入DMNs之后，有毛或无毛猪尸体皮肤的显微镜图像及组织学实验结果。制备的(制备)DMNs的高度为600μπι。a，注入DMNs之前，无毛猪尸体皮肤。b，600ym长度DMNs的50μπι深度插入结果。DMNs插入皮肤650μπι深度。c，与插入50μηι深度的情况相比，插入100μ0深度的DMNs的基部(base area)不够明确。在组织学实验中示出DMNs向皮肤插入700μπι深度。d，以300μπι插入深度制备的DMNs向皮肤插入900μπι。在三中深度的插入结果中，DMNs斑点陈列嘴不明显。e，向有毛皮肤插入50μπι深度的DMNs呈现与向无毛皮肤插入的情况类似的结果。g，向有毛皮肤插入ΙΟΟμπι深度的DMNs渗透70μηι深度。h，向有毛皮肤插入300μηι深度的DMNs呈现与向无毛皮肤插入的情况类似的结果。刻度条:显微镜图像，2mm，刻度条:组织学图像，500μπι。
[0151 ] 图16a至图16c示出在DMNs膜片(黑色，circle marks)，50μηι微型投药器插入(青色，triangle marks)及ΙΟΟμπι微型投药器插入(赤色，square marks)的情况下，在Franz扩散细胞中呈现的胰岛素释放曲线。图16a及图16b分别为在无毛(hair-less)及有毛(hairy)猪尸体皮肤中，基于插入50μπι及ΙΟΟμπι微型投药器和DMNs膜片的胰岛素释放曲线的图表。微型投药器的释放曲线恒定呈现在两个组中。相反，在膜片的曲线中，在无毛皮肤呈现显著低的释放曲线。在向有毛皮肤插入膜片时，呈现出最低的曲线。图16c示出在适用无毛(参照c)及有毛(参照d)皮肤上之前(上板)及在经过两小时之后(下板)装载胰岛素的DMNs。当将在膜片上装载胰岛素的DMNs适用于有毛皮肤时，会更缓慢地溶解。e，示出装载胰岛素的DMNs的3X3陈列安装于微型投药器的状态(适用前:上板，适用后，下板)。借助微型投药器，DMNs完全从CMC层分离。刻度条:c及d，1mm，刻度条:e，2mm。
[0152]图17a至图17c示出糖尿引发老鼠的利用体内图像及DMN膜片、微型投药器或皮下注射发的适用后胰岛素效果。图17a示出剃须前后(参照a及b)的糖尿引发老鼠。图17a示出在适用利用膜片(参照c)及尾箱投药器(参照d)装载胰岛素的DMNs的状态。图17b为示出在糖尿引发老鼠中经过6小时的血浆葡萄糖水平变化的图表。在微型投药器处置老鼠中，最低血浆葡萄糖等级仅存在一小时只差，而与皮下注射处置的老鼠呈现类似的等级，这是因为溶解DMN聚合物需要花费时间。图17c示出基于时间经过的各个组中老鼠的血浆胰岛素浓度。
[0153]图18为示出本发明的一次性微型投药器及其的使用方法的示意图。微型投药器借助从外部提供的物理性力运行。
[0154]图19为示出本发明的一次性微型投药器的结构的示意图。
[0155]图20为示出包含在本发明的一次性微型投药器的顶端部的结构体的内部结合结构的示意图。基层可呈有孔(hole)的形态或无孔的形态。
[0156]图12为示出本发明的一次性微型投药器及其的使用方法的示意图。与图19不同，微型投药器借助气压运行。图22为示出本发明的一次性微型投药器及其的使用方法的示意图。与其他一次性投药器不同，在没有对济器(aligner)或本体的情况下，柱体直接与主层的孔相结合。
【具体实施方式】
[0157]以下，通过实施例更加详细说明本发明。上述实施例仅用于更加具体说明本发明，本发明所属技术领域的普通技术人员知道，根据本发明的主旨，本发明的范围并不局限于上述实施例。
[0158]实施例
[0159]实施例1:制作注射微针结构体
[0160]图1a及图1 b为示出本发明的注射微针结构体的图。如图la及图1 b所示，主层的直径为3.5cm，保护层的直径为3.5cm，孔的直径为500μπι，由此可以以多种方法导入孔，以此制备的生物降解性注射微针可呈两种形态，在本实施例中，制作形成于主层101及主层上101b的微型结构体(注射微型结构体I)和形成于基层204的微型结构体(注射微型结构体Π)，接着，如作为本发明人员现有特许的韩国特许第0793615号所记载的方式以及韩国特许申请第2013-0019247号所记载的方式，通过将粘性的生物体相容性聚合物拉伸形成结构体。在准备上述粘性的生物体相容性聚合物的过程中，可通过混合生物体相容性物质和药物，并借助结构体进行硬皮给药。
[0161]图2及图3为示出本发明的微型结构体注射装置30的形态和与结构体的结合的图。如图2所示，在注射装置的顶端部302a形成多个孔，具有收容注射结构体的顶端部302，并呈在顶端部302附着注射微型结构体的形态。注射装置30追加包括向排出力通道施加排出力的排出力发生机构。因此，若在包括排出力通道的本体部301形成排出力发生机构，则可向上述多个孔传递排出力，由此，从结构体分离微针或向结构体注射微针并插入皮肤。
[0162]如图4a、图4b及图4c详细所示，本发明的生物降解性结构体的机构及作用如下。图4a为主层的孔的大小与结构体的下端部直径的大小相同的情况，图4b为主层的孔的大小小于结构体的下端部直径的情况，图4c为主层的孔的大小小于结构体的下端部的直径的情况。
[〇163] 图5为使出本发明的弱强图案涂敷(Weak and strong pattern coating)适用于本发明的原理的图。与基层的其他部位相比，形成结构体的基层的部位可具有较弱的强度，由此，在向结构体的下端部施加排出力时，结构体可容易与基层的较弱部位一同分离并注射。
[0164]图6、图7、图8及图9示出注射注射微型结构体的多种方式。
[0165]图6a至图6b为示出本发明的生物降解性注射微针装置的结构及作用方式的图。如图6所示，注射微针装置具有直径为3.6cm，并穿透有多个孔302a的顶端部302，使注射微型结构体102、202的下端部位置如孔的位置。在本实验中，孔的大小为500mm，过滤器的直径为495μπι。借助排出力发生机构产生的排出力通过形成于注射装置30的顶端部302的多个孔302a向微型结构体102、202的下端部传递，以此注射微型结构体102、202并向人体内输送药物。
[0166]图7a至7b为示出本发明的生物降解性注射微针装置的机构及作用方式的图。如图7a所示的结构，注射装置30追加包括位于排出力通道内的移动性柱体。向前方向移动可借助排出力发生机构施加排出力并进出的移动性柱体，由此分离、注射微型结构体并插入皮肤内，从而可向人体内输送药物。
[0167]图8a至图8b示出本发明的生物降解性注射微针装置的再一机构及作用方式的图。上述方式为上述第一中及第二中方式的组合，如图8a所示，上述微针装置包括孔形的移动性柱体。图8b为示出包括本发明的孔形移动性柱体的微型结构体装置的作用的图。若通过移动性柱体的孔施加气压，则排出力通过上述孔向注射微型结构体的下端部传递，若借助移动性柱体向注射微型结构体10、20施加压力，则结构体会分离、注射并能够向皮肤内的更深的位置移动，由此向人体内部输送药物。
[0168]图9a至图9b为示出本发明的生物降解性注射微针装置的另一结构及作用方式的图。如图9所示，上述装置与上述图8a所示的注射微针装置相同，也包括孔形可移动主体，由此以与上述图8a所示的注射微针装置类似的形状制作，但上述装置以其他方式行使作用。图9a为包括插入本发明的结构体的孔形移动性柱体的微型结构体装置的图。如图9b详细所示，本发明的结构体的作用如下。在制作注射微型结构体10、20时，若将包括微型结构体101、202的孔形移动性柱体设置于注射微型结构体10、20的孔之后，向孔形移动性柱体施加排出力，则排出力会刺激基层的较弱部分，使得结构体与孔形移动性柱体一同分离、注射，从而降低皮肤弹力并贯通皮肤。接着，结构体可从孔形移动性柱体分离并向人体内部输送要素。
[0169]实施例2:利用微型投药器向硬皮内注入注射结构体
[0Π0] 从EH Lilly购入用于实验的Humalog胰岛素。从Sigma—Aldr ich购入低粘性玲甲基纤维素(901^&)及链脈佐菌素(1^-(11161:117111；[1^ osocarbamoyl )-a-D-glucosamine)。从Soliance购入玻尿酸钠(H A，39kDa)。从Sigma-Aldrich购入丙稀酰胺溶液40)、过硫酸钱及N、N、N ’、N 四甲基乙二胺(ReagentPIus，99%pure)。从A mresco购入三轻甲基氨基甲烧及十二烧基硫酸钠(SDS)。从Bowon购入Green dye。
[0171 ] 溶解性微针(dissolving microneedles:DMNs)的制备。将10%的CMC粉末与蒸馈水及0.2IU的胰岛素进行混合来制备装载有胰岛素的粘性CMC聚合物。将胰岛素-CMC溶液分配于通孔(diameter，500μηι)中。通孔在自动化的步骤X、步骤Υ及步骤Z(SHOT minilOO-s，Musashi)中以3 X 3阵列来排列。接着，以3mm/min的速度对胰岛素-CMC溶液实施17秒钟的膨胀来制备了微针。形成于通孔上的腿Ns具有600μπι的高度及10±5μπι的顶端部直径。将相同的方法适用于制备透明质酸(Η A )的DMNs上。简单地，将HA粉末与蒸馏水进行混合来获得粘性溶液，并将0.1 %的green dye添加于HA聚合物溶液之后，利用该最终溶液来制备DMNs。测定出如此制成的DMNs的机械强度为0.498士0.020N[Zwick Z0.5TN；Zwick GmbH&Co]。
[0172]视频成像。利用微型投药器来将DMNs插入于20%的聚酰胺酰胺凝胶中，并利用高速摄像机(Phantom V710)记录50μηι及2.5mm DMN的插入过程。
[0173]体外插入深度测定实验。用微型投药器来将装载有Greendye-的DMNs利用于针对猪的尸体皮肤中的有毛及无毛部位内部的插入深度实现可视化。将DMNs以50μπι、100μπι及300μπι为目标深度来进行插入。利用显微镜对在无毛及有毛皮肤中实现的插入深度进行比较，并可从组织学侧面进行评价。为了进行分析，将分别具有50μπι、100μπι及300μπι插入深度的上述有毛及无毛的猪尸体皮肤的组织试样嵌入于0CT化合物，以此获得了25μπι区间。用苏木精对上述区间进行染色之后接着用伊红进行了染色，并利用酒精对已染色的区间进行脱水之后利用二甲苯进行清洗，之后封固于permount(Fisher Scientific)。
[0174]体外胰岛素转运分析。利用Franz增值细胞(Hanson)来调查装载有0.2IU胰岛素的DMNs在猪尸体皮肤中的释放曲线。以7ml PBS填充增值细胞之后，在进行实验之前利用磁力搅拌器进行了混合。在猪的背部皮肤中分别以lcm3大小来剪切有毛(hairy)及无毛(hairless)部位之后，放置于由PBS装满的收容部(receptor)。之后，将DMNs膜片插入于各个切碎皮肤，并从皮肤的上侧借助空的供料腔室(empty donor chamber)施加压力，且利用捏钳来实现固定(n = 3)。另-方面，利用微型投药器来还以相同的方法对插入(50μπι深度)于各个皮肤的DMNs进行了处理(η = 3)。插入之后，当分别经过10分钟、20分钟、30分钟、60分钟及120分钟时，从收容部抽取0.5-ml样本，并利用ELISA试剂盒(ALPC0)来测定了胰岛素含量。在抽取11个样本之后，由相同量的缓冲液替换各样本的体积。直到分析之前，所有样本在-10°C下进行保管。
[0175]装载有胰岛素的(loaded)DMN稳定性研究。将装载有胰岛素的DMNs溶解于lmlofPBS (pH 7.4)之后，利用超高效液相色谱(即1^0(4001]1了￥ UPLC I_Class，Waters)来对胰岛素进行定量。UPLC系统使用了TUV探测器及2.1\100臟的柱(409111 ty，Waters)。考虑到移动方面，系统包括(A)DW下的0.1%三氟乙酸(TFA)及(B)乙腈下的TFA(75:25rat1)。柱以35°(3的温度且0.250mL/min的流速来设置，在214nm中利用UV探测器来对溶出物中的化合物进行了测定。标准检验线以胰岛素浓度范围0IU to 1.5IU来设定。对制备DMN前/后的胰岛素峰曲线的宽度(areas)进行了比较。
[0176]糖尿病动物模型。在本实验中使用了雄性C57BL/6小鼠(7_8周龄，OrientB1)。在遵守severance医院伦理委员会的实验动物的管理及有关使用方面的引导的情况下进行了动物实验(参考号09-013，药学大学，延世大学，韩国)。利用阿佛丁(2，2，2-三溴乙醇，Sigma-Aldrich)将小鼠进行麻醉之后，将梓檬酸钠缓冲液(pH=4.5)下的50mg/kg链脲佐菌素静脉注射于小鼠的体内，来引发糖尿。为了可以成功地引发糖尿，利用OneTouch Ver1IQ System对所有小鼠的血液中的血糖浓度进行了测定，从而确认到浓度为300mg/dl以上。
[0177]针对体内传递效率的实验。将引发糖尿的小鼠分为如下四个组:(a)未治疗组(阴性对照组)；(b)皮下注射组(0.2IU，positive control) ； (c)膜片组(装载有0.2IU胰岛素的DMNs);以及(d)微型投药器组(装载有0.2IU胰岛素的DMNs)(每组的n = 5)。在进行实验期间对小鼠采取禁食措施，但提供了水，使得小鼠自由地饮水。使用电动剃须刀来除去小鼠的背部毛之后，借助微型投药器或皮下注射来以DMN膜片的方式投用0.2IU胰岛素。当处理之后经过六个小时时，从尾部-静脉的伤口部位每隔一小时采集血液样本(0.lml)。对血液样本以lOOOOrpm的量进行15分钟的离心分离来分离了血浆。对血清样本及时进行冷冻，并直到进行分析之前在-80°C的温度下进行保管。利用血糖CI1-Test试剂盒来对各组中的每小时的血浆葡萄糖水平进行了测定。利用胰岛素ELISA试剂盒(ALPC0)对胰岛素浓度进行测定。
[0178]利用上述方法进行实验的结果如下:
[0179]为了使DMNs(Dissolving microneedles)插入于皮肤的表皮层及真皮层，将微型投药器40设计成5-mm的圆形柱体406的3X3阵列(r = 250ym)(参照图10及图13)。因患者的拇指压力而产生的力量沿着本发明的微型投药器的轴来提供。同时，为了对皮肤维持正确的排列(alignment)，而借助注入弹簧(injecting 3口1'；[1^)4033来以206