0079] (2)实验过程
[0080] 按照表2进行分组，然后进行试验，共15组试验组。各组受试物按照表2中配比 关系进行提取和配制。
[0081] 其中，表2中的组别编号2、5、8、11(含part I的组别）混合后，用双蒸水配制到 50ml 〇
[0082] 表2中的组别编号3、6、9、12(含part II的组别）的各原料按照配比关系提取后， 根据提取得率称取提取物，用双蒸水配制到50ml。
[0083] 表2中的组别编号4、7、10、13中的作为part II部分的各原料按照配比关系提取 后，根据提取得率称取提取物，并与各组别中的作为part I部分的物质混合后，用双蒸水 配制到50ml。
[0084] 表2中的组别编号14、15中的作为part II部分的各原料按照配比关系提取后，根 据提取得率称取提取物，并与各组别中的作为part I部分的物质混合后，加入白砂糖或黑 加仑浓缩汁后，用双蒸水配制到50ml。
[0085] 各组剂量折算方法：人体食用量为50ml/日，则人体的剂量为0. 83ml/kg(按照 60kg)计算，折算到豚鼠为3. 75ml/kg (折算系数为4. 5)，将受试物统一按照灌胃剂量5ml/ kg进行稀释后，灌胃。
[0086] 各试验组均于每天上午9到11点给予受试样品，所有受试物均采取口服灌胃方式 给予，模型组给予等容积的溶剂。连续给药30天，给药体积为5ml/kg。每5天称取体重一 次，并根据体重调整给药量。
[0087] 受试物连续给予30天，UVB照射时间为在给予受试物后的第3、5、7、9天进行。照 射剂量为200mJ/cm 2,总共照射4次，总剂量800mJ/cm2。照射前所有豚鼠于背部棕色部位 剃毛备用，剃毛面积4cm*4cm。
[0088] 所有动物于照射前和给予受试物后30天进行拍照和测定照射后皮肤部位的色度 L值。对照射前后L值以及变化情况进行统计，并进行组间及自身前后比较。实验结束时， 取照射部位皮肤固定，进行FontanaMasson染色。
[0089] L值变化值（AL)=照射后皮肤的L值-照射前皮肤的L值
[0090]采用GraphPadPrism5.0医学绘图软件作图，SigmaStat软件进行数据分析。 所有数据均以均值土标准差表示，AL采用重复测定双因素方差分析，组间比较采用SNK Test分析检验。
[0091]协同作用按照金氏公式计算：
[0092]q= E(A+B)/[EA+EB_EA*EB]
[0093] 式中EA与EB为A和B单独使用时的效果；E (A+B)为2者合用的效果。
[0094] q = 0.85~L 15为单纯相加；L 15 < q < 20为增强；q > 20为明显增强；q < 0. 56~0. 85为拮抗；q < 0. 55为明显拮抗。
[0095] (3)结果
[0096] 对紫外照射豚鼠皮肤亮度降低的影响结果如表4所示。
[0097] 表4各组方和实施例对紫外照射豚鼠皮肤亮度降低的影响（n = 6, [±S )
[0100] <0? Olvs 模型组
[0101] 另外，q = 〇. 85~I. 15为单纯相加；I. 15 < q < 20为增强；q > 20为明显增强； q < 0. 56~0. 85为拮抗；q < 0. 55为明显拮抗。
[0102] 再者，给予各组受试物后动物活动无异常，动物体重及增重均没有差异。
[0103] AL+表示偏白，AL-表示偏黑，可见紫外照射后，模型组动物皮肤亮度变黑。
[0104] 各受试物组中part I部分对皮肤亮度降低的抑制作用强于part II。
[0105] part I各组中以part I -1组作用最弱，其他各part I组均对皮肤亮度的降低均 有非常显著的抑制作用（P < 〇. 01，与模型组比较）。
[0106] part II各组中仅part II -4对皮肤亮度的降低有非常显著的抑制作用（P<0. 01， 与模型组比较）。
[0107] 实施例1对皮肤亮度的降低有显著抑制作用（P < 0. 01，与模型组比较），且抑制 程度高于part I -1和part II -1，且与part II -1比较有非常显著性差异（P <0? 01)。实 施例中的协同系数为1. 20,为增强。
[0108] 实施例2对皮肤亮度的降低有显著抑制作用（P < 0. 01，与模型组比较），且抑制 程度非常显著高于part I -2 (P< 0.01)和part II -2 (P< 0.01)。实施例中的协同系数 为1. 43,为增强。
[0109] 实施例3对皮肤亮度的降低有显著抑制作用（P < 0. 01，与模型组比较），且抑制 程度非常显著高于part I -3 (P< 0.01)和part II -3 (P< 0.01)。实施例中的协同系数 为1. 35,为增强。
[0110] 实施例4对皮肤亮度的降低有显著抑制作用（P < 0. 01，与模型组比较），且抑制 程度高于part I -4和part II -4,且与part II -4比较有非常显著性差异（P < 0. 01)。实 施例中的协同系数为1. 54,为增强。
[0111] 实施例1-4对皮肤亮度的降低均有非常显著的抑制作用（P < 0.01，与模型组比 较）。实施例1-4中多酚含量检测为102~360mg/100ml。
[0112] part I和part II各组成成分均形成了皮肤美白功能的协同作用，实施例1~4的 皮肤美白作用明显增强，并与part I和part II形成协同增效作用。
[0113] 实施例5和实施例6为实施例2加上白砂糖或黑加仑浓缩汁后形成，其同样具有 非常显著抑制皮肤亮度降低的功效作用（P < 0. 01，与模型组比较），并与实施例2相当（P > 0.05,与实施例2比较）。
[0114] 5、细胞实验
[0115] 以下细胞实验中涉及的试剂和仪器如下：
[0116] DMEM培养基含10%胎牛血清，购自Biotech GmbH。
[0117] 蘑菇酪氨酸酶、左旋多巴（L-DOPA)和噻唑蓝（MTT)均购自Sigma公司。
[0118] 熊果苷（Sigma公司）、酶标仪多功能酶标仪（Thermo公司）、CO2培养箱（美国 Nuaire)、倒置显微镜（德国Leica)、超净台（苏州净化设备有限公司）、超声波细胞破碎仪 (新芝生物公司）。
[0119](一）对B16小鼠黑素瘤细胞中黑素含量的影响
[0120] 实验用含10%胎牛血清、青霉素10(^/1^及链霉素10(^/1^01^11细胞培养液将 B16小鼠黑素瘤细胞（购自上海复祥生物科技有限公司）密度调为I X IO5个/mL，以每孔 3mL接种于6孔细胞培养板中，在37°C、5% CO2条件下培养24h后，添加待测样品（实施例 2)。作用3天后，弃上清并用PBS洗涤，然后，每孔加入0. 5mL胰酶消化细胞3min，添加2mL 细胞培养液终止消化反应，计数每组细胞。离心后弃上清，添加lmol/L NaOH溶液0. 5mL，震 动Ih后1500r/min离心5min，分别取200 y L移到96孔细胞培养板，酶标仪检测450nm的 吸光度，计算黑色素合成抑制率。其中，对照孔加入与样品量同体积的PBS。阳性对照采用 熊果苷，浓度为200 yM。
[0121]黑色素合成抑制率=[1 一（A/BV(C/D)]X100%。
[0122] A为药物孔（即样品孔或阳性对照孔）的吸光度，B为药物孔的细胞数，C为对照 孔的吸光度，D为对照孔的细胞数。
[0123] 待测样品对B16小鼠黑素瘤细胞的黑色素合成的影响结果如表5所示。
[0124] 表5实施例2对B16小鼠黑素瘤细胞的黑色素合成的影响（n = 4, [土S)
[0127] 由表5可知，实施例2中的组合物对B16小鼠黑素瘤细胞中黑色素合成的抑制作 用随着稀释倍数的增加而降低，其8倍稀释时对黑色素合成的抑制率为45. 56%，与200 y M 熊果苷的抑制程度相当（P > 〇. 05)。
[0128](二）对B16小鼠黑素瘤细胞内酪氨酸酶活性的影响
[0129] 实验用含10%胎牛血清、青霉素10(^/1^及链霉素10(^/1^01^11细胞培养液将 B16黑色素细胞密度调为I X IO5个/mL，以每孔3mL接种于6孔细胞培养板中，在37°C、5% CO2条件下培养24h后，添加待测样品（实施例2)。作用3天后，弃除上清液，用PBS冲洗 2遍。每孔添加180 y L含1 % (v/v) Triton X-100的PBS溶液后，冰浴中超声破碎，每孔加 人 20 y L lOmmol/L/ 的 L-D0PA，37°C孵育