本发明涉及制备
技术领域：
，尤其涉及一种高稳定高生理活性藜麦附属物的制备方法及原料应用。技术背景藜麦(chenopodiumquinoa)属藜科，又称藜斑鸠菊、奎奴亚黎、南美藜等，是1年生双子叶植物，原产于南美安第斯山脉，是国际公认的全营养谷物。1987年，我国西藏引种成功，随后在山西、陕西、青海、四川、浙江、云南等地扩种并初步实现产业化种植。2015年7月10日，中国农业科学院作物科学研究所联合多家科研机构共同起草，国家粮食局发布，中华人民共和国粮食行业标准《藜麦米》正式发布实施，从此掀开了国人研究、食用藜麦米以丰富普通膳食结构的新篇章。研究表明：藜麦除富含蛋白质、氨基酸、维生素及钙、铁、锌等营养成分外，还含有多酚、黄酮、皂苷等功能成分，是既可丰富普通餐桌、又具健康保健的优质食品。纵观国内外藜麦产业及其研究、应用现状，人工种植藜麦主要以采收加工藜麦米并将其作为食用部位为主要目的，应用形式也主要围绕藜麦米进行深加工。在加工藜麦米过程中，包裹于藜麦米(种子)表面、约占脱糠藜麦总质量3％-5％的表皮(俗称藜麦麸皮)因具有较强苦味、直接食用会引起胃肠道应激反应而被通过机械方式去除。市售藜麦米及其深加工品多以麸皮脱得是否完全、口感是否良好作为品质评判指标。也就是说，在产业化加工藜麦米过程中，藜麦麸皮只是加工废弃物，因需额外增加处理费用，已成为藜麦种植加工企业负担。查新表明：有尝试将废弃的藜麦麸皮做动物饲料、从藜麦麸皮中提取藜麦皂苷、以藜麦皂苷为原料开发功能性产品的论文、专利、媒体报道，但研究并不系统，诸多技术瓶颈尚未解决，开发应用价值不高。本发明采用藜麦米加工产业中废弃的藜麦麸皮为原料，通过本发明技术方案制成高稳定高生理活性的藜麦附属物原料，不仅掩盖了藜麦麸皮不良口感、减少胃肠道刺激，还显著提高了功能成分稳定性及生物利用度，在抑菌、抗氧化、增强免疫力等生理功能方面得到大幅度提升，对藜麦产业全营养及功能成分的研发应用具有重要的指导意义。技术实现要素：本发明旨在解决目前藜麦加工过程的研发应用不足，以藜麦机械脱糠取米过程废弃的藜麦麸皮为原料，提供一种高稳定高生理活性藜麦附属物原料。该原料不仅掩盖了藜麦麸皮特有的不良口感、减少胃肠道刺激，还显著提高了功能成分稳定性及生物利用度，在抑菌、抗氧化、增强免疫力等生理功能方面得到大幅度提升。不仅可与藜麦米配伍、还可单独应用于药品、保健食品、功能性普通食品、特殊医学食品等领域。本发明的第一目的是提供一种掩盖藜麦麸皮特有不良口感、减少胃肠道刺激、显著提高功能成分稳定性和生物利用度、显著提升生理活性的藜麦附属物原料。本发明的第二目的是提供上述藜麦附属物原料的制备方法。本发明的第三目的是上述方法制备的藜麦附属物原料的用途。本发明的目的是采用下述技术方案来实现的：一方面，本发明提供一种藜麦附属物原料。该原料由藜麦经机械脱糠取米后剩余的藜麦麸皮、包合材料、高分子包囊材料经本发明技术方案制备而成。另一方面，本发明提供了藜麦附属物原料制备方法。所述方法包括藜麦麸皮低温气流破壁粉碎、碱处理、包合、微囊化、固化囊干燥等工艺步骤。步骤1：低温气流破壁粉碎机械脱糠取米后剩余的藜麦麸皮，置低温破壁粉碎机中，以液氮为气流源，于-20℃破壁粉碎自800～1200目，得超微破壁粉。作为优选，藜麦麸皮粉碎粒度为900～1100目；进一步优选为950～1050目。步骤2：碱处理将步骤1制备的超微破壁粉移至组合包合设备之混合搅拌罐中。称取naoh、koh、ca(oh)2中的一种或几种，加水配置成0.1～1.0mol/l的碱溶液，按超微破壁粉：碱溶液(m:m)＝1:5～10添加至混合搅拌罐中，充分搅拌0.5h～1h，得碱处理液，备用。作为优选：碱溶液配制浓度为0.2～0.8mol/l、进一步优选为0.3～0.6mol/l、最优选为0.4～0.5mol/l。超微破壁粉、碱溶液料液质量比(m:m)为1:6～9、最优选为1:7～8。步骤3：包合选取α-环糊精(α-cd)、β-环糊精(β-cd)、γ-环糊精(γ-cd)、羟烷基-cd中的一种或几种作为包合材料，用0.1～1mol/l酸溶液溶解并配制成饱和溶液。饱和溶液移至组合包合设备之喷雾塔中，在开启混合搅拌罐搅拌器条件下，将包合材料饱和酸溶液缓慢喷洒至步骤2处理好的碱混悬液中，至ph＝3.0～4.0时，继续搅拌0.5h，得包合物溶液。作为优选：藜麦超微破壁粉、包合材料质量比(m/m)为1:0.7～1.3、优选为1：0.8～1.2、更优选为1:0.9～1.1用于制备包合材料的酸为hcl、hno3、h2so4中的一种或几种。酸溶液配制浓度为0.2～0.8mol/l、进一步优选为0.3～0.6mol/l、最优选为0.4～0.5mol/l。步骤4：微囊化将步骤3制备的包合物溶液加热至60℃，保温。选取、阿拉伯胶、羧甲基纤维素钠、聚维酮中的一种或几种作为高分子囊材，加热溶解或60℃水溶解后，在搅拌下缓慢加入上述60℃保温的包合物溶液至添加结束，继续保温搅拌0.5h后降至室温，用步骤2配制的碱溶液调ph8～9，静置沉降12h，弃去上清液，水洗至ph5～7,得固化囊。作为优选：包合物(以添加的藜麦麸皮超微破壁粉+包合材料质量计)、高分子囊材质量比(m:m)为100:1～5、优选为100：2～4、更优选为100:3。步骤:5固化囊干燥步骤4所得固化囊移至不锈钢盘中，厚度1.5～2cm，置干燥箱中于60℃以下干燥至水分为5％～10％，取出粉碎过80～100目筛，得藜麦附属物原料。作为优选：藜麦附属物水分控制为6％～9％、更有选为7％～8％。最后，本发明制备的藜麦附属物原料，具有掩盖藜麦麸皮不良口感、显著提高活性(功能成分)稳定性和生物利用度、显著提高生理活性特点。可作为药品、保健食品、特殊医学食品、特殊膳食食品、功能性普通食品原料，单独、按任意比例添加至藜麦米粉、与其他有生理活性原料配伍，添加或者不添加药学可接受的辅料，进一步制成粉剂、颗粒剂、片剂、胶囊剂等固体口服制剂。相较于现有技术，本发明具有以下突出性优点和实质性技术效果：1)充分利用藜麦米加工过程废弃的藜麦麸皮，变废为宝，实现了藜麦产业全营养及功能成分最大限度开发应用。2)对于机械脱糠取米剩余的藜麦麸皮，通过低温气流破壁粉碎，最大限度保留其营养及功能成分的同时，让功能性小分子化合物充分外渗析出，利于后续工艺处理。3)通过碱处理，改变超微破壁粉碎的藜麦麸皮体系和结构，显著提高功能成分抑菌效果。4)通过包合工艺，将外渗析出的功能性小分子化合物(客分子)包合在大分子包合材料(主分子)中，显著提高了功能性小分子化合物的稳定性、溶解性、掩盖了不良口感、减少刺激性及毒副作用、提高生物利用度。5)通过微囊化工艺，进一步提高功能性小分子化合物稳定性、掩盖不良口感、降低胃肠道刺激、减少本发明制备的藜麦附属物复配时的配伍变化、提升控释或靶向作用、通过改善藜麦麸皮物理特性增加制剂成型性。具体实施方式以下参照具体的实施例来对本发明作进一步的说明。本领域技术人员能够理解，这些实施例仅用于说明本发明，其不以任何方式限制本发明的范围。以下实施例中所有使用的实验方法如无特殊说明，均为常规方法。以下实施例中所用的材料、试剂等，如无特殊说明，均可通过商业途径获得。实施例1藜麦麸皮准备直接采购黑藜麦机械脱糠取米后废弃的藜麦麸皮。经检测：藜麦皂苷含量为3.7％。实施例2藜麦附属物原料制备11)取实施例1中藜麦麸皮原料1.0kg，采用液氮为气流源，置于mqw03低温气流粉碎机中于-20℃破壁粉碎，得800目的超微破壁粉。2)将koh加水配制成浓度为0.4mol/l的koh水溶液，添加至步骤1得到的超微破壁粉中，超微破壁粉、碱溶液料液质量比(m:m)为1:5，充分搅拌0.5h～1h，得混悬液。3)称取0.8kgα-cd，用0.4mol/lhno3水溶液溶解并配制成饱和溶液，搅拌下缓慢滴加至步骤2得到的混悬液中，至ph＝3.0～4.0时继续搅拌0.5h，得包合溶液。4)称取10g阿拉伯胶，加热溶解，将步骤3得到的包合溶液加热至60℃并在不断搅拌下缓慢加入阿拉伯胶溶液至添加结束，继续保温搅拌0.5h后降至室温，用0.4mol/lkoh溶液调ph8～9，静置沉降12h，弃去上清液，水洗至ph5～7，得固化囊。5)将步骤4得到的固化囊于60℃以下干燥、固化囊干燥水分控制为5％，粉碎过80目筛，得高稳定高生理活性藜麦附属物原料。经检测：藜麦皂苷含量为1.944％。实施例3藜麦附属物原料制备21)取实施例1中藜麦麸皮原料1.0kg，采用液氮为气流源，置于mqw03低温气流粉碎机中于-20℃破壁粉碎，得800目的超微破壁粉。2)将ca(oh)2加水配制成浓度为0.6mol/l的ca(oh)2水溶液，添加至步骤1得到的超微破壁粉中，超微破壁粉、碱溶液料液质量比(m:m)为1:7，充分搅拌0.5h～1h，得混悬液。3)称取0.8kgγ-cd，用0.6mol/lh2so4水溶液溶解并配制成饱和溶液，搅拌下缓慢滴加至步骤2得到的混悬液中，至ph＝3.0～4.0时继续搅拌0.5h，得包合溶液。4)称取20g明胶，加热溶解，将步骤3得到的包合溶液加热至60℃并在不断搅拌下缓慢加入明胶溶液至添加结束，继续保温搅拌0.5h后降至室温，用0.6mol/lca(oh)2溶液调ph8～9，静置沉降12h，弃去上清液，水洗至ph5～7，得固化囊。5)将步骤4得到的固化囊于60℃以下干燥、固化囊干燥水分控制为5％，粉碎过80目筛，得高稳定高生理活性藜麦附属物原料。经检测：藜麦皂苷含量为1.932％。实施例4藜麦附属物原料制备31)取实施例1中藜麦麸皮原料1.0kg，采用液氮为气流源，置于mqw03低温气流粉碎机中于-20℃破壁粉碎，得1000目的超微破壁粉。2)将koh加水配制成浓度为0.5mol/l的koh水溶液，添加至步骤1得到的超微破壁粉中，超微破壁粉、碱溶液料液质量比(m:m)为1:8，充分搅拌0.5h～1h，得混悬液。3)称取1.0kgβ-cd，用0.5mol/lh2so4水溶液溶解并配制成饱和溶液，搅拌下缓慢滴加至步骤2得到的混悬液中，至ph＝3.0～4.0时继续搅拌0.5h，得包合溶液。4)称取30g明胶，加热溶解，将步骤3得到的包合溶液加热至60℃并在不断搅拌下缓慢加入明胶溶液至添加结束，继续保温搅拌0.5h后降至室温，用0.5mol/lkoh溶液调ph8～9，静置沉降12h，弃去上清液，水洗至ph5～7，得固化囊。5)将步骤4得到的固化囊于60℃以下干燥、固化囊干燥水分控制为7％，粉碎过80目筛，得高稳定高生理活性藜麦附属物原料。经检测：藜麦皂苷含量为1.802％。实施例5藜麦附属物原料制备41)取实施例1中藜麦麸皮原料1.0kg，采用液氮为气流源，置于mqw03低温气流粉碎机中于-20℃破壁粉碎，得1000目的超微破壁粉。2)将naoh加水配制成浓度为0.5mol/l的naoh水溶液，添加至步骤1得到的超微破壁粉中，超微破壁粉、碱溶液料液质量比(m:m)为1:8，充分搅拌0.5h～1h，得混悬液。3)称取1.0kgβ-cd，用0.5mol/lhcl水溶液溶解并配制成饱和溶液，搅拌下缓慢滴加至步骤2得到的混悬液中，至ph＝3.0～4.0时继续搅拌0.5h，得包合溶液。4)称取30g明胶，加热溶解，将步骤3得到的包合溶液加热至60℃并在不断搅拌下缓慢加入明胶溶液至添加结束，继续保温搅拌0.5h后降至室温，用0.5mol/lnaoh溶液调ph8～9，静置沉降12h，弃去上清液，水洗至ph5～7，得固化囊。5)将步骤4得到的固化囊于60℃以下干燥、固化囊干燥水分控制为8％，粉碎过80目筛，得高稳定高生理活性藜麦附属物原料。经检测：藜麦皂苷含量为1.812％。实施例6藜麦附属物原料制备51)取实施例1中藜麦麸皮原料1.0kg，采用液氮为气流源，置于mqw03低温气流粉碎机中于-20℃破壁粉碎，得1200目的超微破壁粉。2)将naoh加水配制成浓度为0.8mol/l的naoh水溶液，添加至步骤1得到的超微破壁粉中，超微破壁粉、碱溶液料液质量比(m:m)为1:10，充分搅拌0.5h～1h，得混悬液。3)称取1.0kgβ-cd，用0.8mol/lhcl水溶液溶解并配制成饱和溶液，搅拌下缓慢滴加至步骤2得到的混悬液中，至ph＝3.0～4.0时继续搅拌0.5h，得包合溶液。4)称取10g聚维酮，加入60℃水溶解，将步骤3得到的包合溶液加热至60℃并在不断搅拌下缓慢加入明胶溶液至添加结束，继续保温搅拌0.5h后降至室温，用0.8mol/lnaoh溶液调ph8～9，静置沉降12h，弃去上清液，水洗至ph5～7，得固化囊。5)将步骤4得到的固化囊于60℃以下干燥、固化囊干燥水分控制为10％，粉碎过80目筛，得高稳定高生理活性藜麦附属物原料。经检测：藜麦皂苷含量为1.831％。实施例7藜麦附属物原料制备61)取实施例1中藜麦麸皮原料1.0kg，采用液氮为气流源，置于mqw03低温气流粉碎机中于-20℃破壁粉碎，得1200目的超微破壁粉。2)将naoh、koh等量混合后加水配制成浓度为0.8mol/l的混合水溶液，添加至步骤1得到的超微破壁粉中，超微破壁粉、碱溶液料液质量比(m:m)为1:8，充分搅拌0.5h～1h，得混悬液。3)将β-cd、α-cd等量混合后称取1.0kg，用0.8mol/lhcl水溶液溶解并配制成饱和溶液，搅拌下缓慢滴加至步骤2得到的混悬液中，至ph＝3.0～4.0时继续搅拌0.5h，得包合溶液。4)将明胶、聚维酮等量混合后称取20g，加入60℃水溶解，将步骤3得到的包合溶液加热至60℃并在不断搅拌下缓慢加入明胶、聚维酮溶液至添加结束，继续保温搅拌0.5h后降至室温，用0.8mol/lnaoh、koh混合水溶液调ph8～9，静置沉降12h，弃去上清液，水洗至ph5～7，得固化囊。5)将步骤4得到的固化囊于60℃以下干燥、固化囊干燥水分控制为8％，粉碎过80目筛，得高稳定高生理活性藜麦附属物原料。经检测：藜麦皂苷含量为1.820％。实施例8颗粒制备取实施例5制备的藜麦附属物原料200g，添加适量乳糖、预胶化淀粉、甘露醇，经制粒、干燥得具有抑菌、提高免疫力、抗氧化生理活性颗粒剂。实施例9片剂制备取实施例5制备的藜麦附属物原料200g，添加适量预胶化淀粉、糊精、微晶纤维素，经混合、制粒、压片制得具有抑菌、提高免疫力、抗氧化生理活性的片剂。实施例10硬胶囊制备取实施例5制备的组合物200g，添加适乳糖、微晶纤维素、二氧化硅、硬脂酸镁，经混合、制粒、充填制备成具有抑菌、提高免疫力、抗氧化生理活性的硬胶囊。为了对本发明作进一步的说明，同步开展加速稳定性试验、体外抑菌试验，增强免疫力试验、体外抗氧化活性试验。并对结果进行比较，具体如下：样品①为本发明实施例1准备的藜麦麸皮原料；样品②为本发明实施例5制备得到的藜麦附属物原料。1.加速稳定性试验考察指标确定：为充分验证加速试验条件下功能成分稳定性，本试验选取样品①、样品②为考察样品，以藜麦皂苷含量为考察指标，开展加速稳定性考察。试验方案设计：分别取样品①、样品②各100g，置于洁净透明玻璃瓶中，置温度为40±2℃、相对湿度65±5％的条件下放置6个月，进行加速稳定性试验，分别于0个月、1个月、2个月、3个月、6个月取样检测藜麦皂苷含量，结果见表1-1。表1-1加速稳定性考察结果时间样品①样品②0个月3.74％1.81％1个月3.26％1.74％2个月2.67％1.69％3个月2.05％1.66％6个月1.28％1.65％试验结论：由表1-1看出，样品①在6个月加速稳定性考察中藜麦皂苷含量衰竭率为65.77％，且衰竭程度随时间延长而明显加剧；样品②在6个月加速稳定性考察中藜麦皂苷含量衰竭率为8.83％，且衰竭程度随时间延长而明显减缓。样品②相较于样品①，功能性成分稳定性显著提高。2.抑菌试验试验器材：金黄色葡萄球菌、大肠埃希菌代表菌株；经121℃高压蒸汽灭菌20min的牛肉膏蛋白胨培养基、蒸馏水、10ml具塞试管、培养皿、涂布器；超净工作台等。试验方案：菌悬液制备：取具塞试管12支，分成2组，每组6支(编号)。于超净工作台上在每支试管先加入10ml无菌水，第一组用接种针挑取金黄色葡萄球菌单菌落适量放入编号为1试管中，充分震荡制成菌悬液，然后用移液枪吸取200μl菌悬液放入2号试管摇匀，再从2号吸取200μl放入3号依次进行直至6号管，得金黄色葡萄球菌悬液；第二组大肠埃希菌悬液按上述同法制备。金黄色葡萄球菌抑菌试验：精密称取样品①、②各1.0g，分置洁净试管中加10ml蒸馏水制成混悬液，待用。制备牛肉膏蛋白胨培养皿6只，标号为1-0、1-0、1-1、1-1、1-2、1-2。在标号为1-0的培养皿中加无菌水1ml、标号为1-1的培养皿中样品①混悬液300μl(以藜麦皂苷计为11.1μg)、标号为1-2的培养皿中加样品②混悬液612μl(以藜麦皂苷计为11.1μg),用涂布器涂布均匀。用移液枪分别吸取100μl金黄色葡萄球菌悬液加入上述6个培养皿中，用涂布器涂布均匀后放入37℃恒温培养箱培养12h，用菌落计数仪计数，结果见表2-1.大肠埃希菌抑菌试验：按金黄色葡萄球菌抑菌试验同法操作，结果见表2-1.表2-1抑菌试验结果试验结论：由表2-1看出，样品样品①、样品②对大肠埃希菌、金黄色葡萄球菌均具有抑制作用。对于金黄色葡萄球菌，样品②的抑菌效果为样品①的1.75倍；对于大肠埃希菌，样品②的抑菌效果为样品①的1.73倍，表明通过本发明制备的原料，在相同藜麦皂苷剂量下，对金黄色葡萄球菌、大肠埃希菌抑菌作用显著增强。3.增强免疫力试验试验动物：昆明种雄性小鼠120只，6-8周龄，体重20±2g。试验动物分组与给药：各试验指标均取30只小鼠，分为3组，每组10只，分笼喂养，自由采食和饮水。适应性喂养3d后，以小鼠每天灌胃藜麦总皂苷0.872mg的剂量折算，第一组灌胃1.166g/kg.d-1的样品①，第二组灌胃2.409g/kg.d-1的样品②，空白对照组灌胃等体积的生理盐水。免疫脏器指数与巨噬细胞吞噬能力的测定：小鼠连续灌胃21d，末次灌胃30min后，尾静脉注射印度墨汁0.1ml/10gbw(生理盐水稀释4倍)。注射后的1min,5min分别从小鼠眼静脉丛取血20μl，立即加入到2ml的0.1％的na2c03溶液中，摇匀，于680nm处测定吸光值，以0.1％的na2c03溶液做空白。而后将小鼠脱颈处死，取其肝脏、脾脏和胸腺，用滤纸吸干脏器表面残留血液，分别称重。按下列公式计算免疫脏器指数、廓清指数k及吞噬指数α。脾脏(胸腺)指数(mg/10g)＝脾脏(胸腺)质量(mg)/体重(10g)式中k—廓清指数或吞噬速率；a1—在时间t1(1min)是所取血样的吸光值；a2—在时间t2(5min)是所取血样的吸光值；t2-t1—两次取血的时间差；α—吞噬指数，为碳廓清能力，结果见表3-1、表3-2。表3-1对小鼠脾脏、胸腺指数的影响由表3-1看出：相较于空白对照组，样品①和样品②均可增加小鼠脾脏指数与胸腺指数，且样品②较样品①增加更为显著。表3-2对小鼠碳廓清能力的影响由表3-2看出：相较于空白对照组，样品①和样品②均可增加小鼠腹腔巨噬细胞廓清指数与吞噬指数，且样品②较样品①增加更为显著。对小鼠迟发型变态反应的影响：灌胃第17d，分别给每只小鼠腹腔注射0.2ml12％的绵羊红细胞进行免疫，连续灌胃至21d，用游标卡尺测量左后足趾部厚度，并于测量部位皮下注射20μl的20％绵羊红细胞，注射24h后再次测量左后足趾部厚度，同一部位测量3次。结果见表3-3。表3-3对小鼠迟发型变态反应的影响由表3-3看出：相较于空白对照组，样品①和样品②对小鼠足趾增厚程度均有所增加，但样品②增厚程度较样品①更为显著，说明样品②增加小鼠足趾厚度的作用更强。血清溶血素的测定：灌胃第17d，分别给每只小鼠腹腔注射0.2ml12％的绵羊红细胞进行免疫，继续灌胃至21d，摘眼球取血，分离血清。将血清用生理盐水稀释500倍，取稀释后的血清1ml加入试管中，再依次加入10％绵羊红细胞0.5ml和10％的补体1ml；用生理盐水代替血清作空白对照，置于37℃恒温水浴中温育30min后冰浴立即终止反应。1500r/min离心10min，取上清液1ml于试管中，加入3ml的都氏试剂，混匀后静置10min，于540nm处测定吸光值a1。同时取0.25ml10％的绵羊红细胞用都氏试剂稀释至4ml，静置10min后于540nm处测吸光值a，按下列公式计算半数溶血值(hc50)：式中a—样品吸光度；a1—绵羊红细胞半数溶血时的吸光度；500—稀释倍数。结果见表3-4。表3-4对小鼠血清溶血素的影响由表3-4看出：相较于空白对照组，样品①和样品②均能够提高正常小鼠的血清溶血素水平。但样品②的hc50增高趋势较样品①显著提高，说明样品②增加小鼠hc50的作用更强。试验结论：本发明提供的藜麦附属物原料，对小鼠脾脏指数、胸腺指数、腹腔巨噬细胞廓清指数与吞噬指数、足趾厚度、hc50五个指标均显著提高。表明本发明所述的藜麦附属物具有显著增强免疫力的生理活性。4.体外抗氧化活性试验还原力测定：样品①配制成浓度为60mg/ml混悬水液，样品②配置成121.2mg/ml混悬水溶液(以藜麦麸皮计浓度为60mg/ml)。分别吸取样品①、样品②溶液各1ml，加入比色管中，然后加入2.5ml(0.2mol/lph6.6)的磷酸缓冲溶液，再加入2.5ml的1％的铁氰化钾，混合均匀后，于50℃恒温水浴20min，取出后用冷水迅速冷却后，加1m110％的三氯乙酸混匀。取2.5ml上述反应液加入2.5ml的蒸馏水和0.5ml的0.1％的fec13，在700nm处测吸光值。同法操作6份，计算平均吸光度及rsd见表4-1。表4-1还原力测定结果由表4-1看出：在藜麦麸皮浓度一至前提下，样品②吸光值明显高于样品①。吸光值越大，表明还原能力越强，为此，说明样品②相较于样品①，还原能力显著增强。清除dpph自由基能力的测定：分别配制浓度为60mg/ml的样品①水溶液和浓度为121.2mg/ml样品②水溶液(以藜麦麸皮计浓度为60mg/ml)。分别吸取样品①、样品②各2m1加入到比色管中，再向比色管中加入2ml0.2mmol/l的dpph自由基醇溶液，混合均匀后，室温避光反应30min，于517nm处测定吸光值，以无水乙醇为空白调零，样品①、样品②均同法操作六份。根据下列公式计算各待测样品对dpph自由基的清除率：式中ai—样液与dpph·试剂混合液的吸光值；aj—样液与空白溶剂混合液的吸光值；ac—dpph·试剂与空白溶剂混合液的吸光值。结果见表4-2。表4-2对dpph·自由基清除能力的测定由表4-2看出：样品②对dpph·自由基清除率明显高于样品①。清除羟自由基能力的测定：分别配制浓度为60mg/ml的样品①水溶液和浓度为121.2mg/ml样品②水溶液(以藜麦麸皮计浓度为60mg/ml)。分别吸取样品①、样品②各2m1加入到比色管中，再向其中依次加入2m1的6mmol/l的fes04溶液和2m1的6mmo1/l的h2o2溶液，摇匀，静置14min，接着加入2ml的6mmol/l的水杨酸溶液，摇匀，放入37℃水浴锅中加热30min后取出，于510nm处测其吸光值，样品①、样品②均同法操作六份，按下列公式计算各待测样品对经自由基的清除率。式中ai为样液与水杨酸溶液混合液的吸光值，aj为样液与空白溶剂混合液的吸光值，ac为水杨酸溶液与空白溶剂混合液的吸光值。结果见4-3。表4-3清除羟自由基的能力的测定由表4-3看出：样品②对羟自由基清除率明显高于样品①。试验结论：本发明提供的藜麦附属物原料，在同等藜麦麸皮浓度前提下，其还原力、dpph自由基清除率、羟自由基清除率明显高于藜麦麸皮。说明本发明所述藜麦附属物原料抗氧化活性显著提高。当前第1页12