的调节功能使蒸腾下降，使根毛发育完善等，提高其对环境的适应能力。生 根的试管苗，待其长到3片真叶、有3-4条实生根时，室温开瓶练苗，7-10d后从试管中取 出，洗去根部培养基，剪掉枯黄的叶子，移栽至装有灭菌的珍珠岩、蛭石和泥炭土（ 1:3:6)的 培养钵中，在10月初放置田间小拱棚中，晴好天气揭开小拱棚的薄膜通风，约30d后，试管 苗再次长出新根数条，移栽到大田土壤中。 2、 组培苗田间管理、生理指标分析及鳞茎收获 10月底练苗结束，将试管苗移栽到地里小拱棚中，浇足水，将拱棚的双层塑料膜用土封 严，保温保墒。移栽到土壤中的试管苗在小拱棚中可以自行越冬，第二年3月中旬浇返青水 并逐渐掀起拱棚薄膜通风练苗、除草，3月底撤掉拱棚。5月中旬，待大蒜长到第8-9片叶子 时，测定以蒜瓣种植的大蒜植株(对照株，以下同）和再生植株的株高、叶夹角、叶间距、鳞茎 直径和叶绿素含量等。具体方法为：随机选取田间以蒜瓣种植的大蒜植株和再生植株各30 株，将大蒜挖起，进行数据评估及理化指标测定。每10株为一组，重复三次，取平均值。
[0013] 株商：植株基部到最商叶片的距尚； 叶夹角：植株倒3叶与茎的锐角角度； 叶间距：植株倒2叶与倒3叶之间的距离； 鳞茎直径：用游标卡尺测量植株鳞茎直径； 叶绿素含量：田间栽培16周后，对栽培大蒜、再生植株分别进行取材，用打孔器在第3 片叶子的4-6cm、6-8cm和8-10cm叶段分别进行打孔，将打下来的小圆片叶子分别装入 管中，向每管中加入浸提液(丙酮：乙醇=1 : 1)10mL，放置在黑暗条件下72h，分别测量 每管在663、645nm处的分光光度值，计算叶绿素含量。
[0014] 结果发现：对照株与再生株株高相差不大，均在59cm左右；对照株倒二叶和倒三 叶间的叶间距平均约为I. 7cm，叶互生明显，而再生植株倒二叶和倒三叶之间的叶间距平均 约为lcm，叶接近于轮生；对照株倒三叶与主茎之间夹角的平均值为20°，而再生植株倒三 叶与主茎之间夹角平均为11° ;对照株叶绿素含量平均为0. 5277,再生株比对照株略高，为 0.8878。再生植株叶夹角小，上部直立，透光率高，可以为中下部叶片提供更多光照，提高植 株净光合速率；再生植株叶绿素含量高，能够提高光合作用效率，利于植株生长。
[0015] 图5为对照株和再生株收获的地下鳞茎，再生株鳞茎平均直径为2. 2cm，比对照株 低0. 6cm;再生鳞茎的根须不如对照株发达，蒜瓣也较对照的小；再生鳞茎分瓣率达94%左 右，其中两瓣的鳞茎约为18%，四到六瓣的约为75%，7瓣的有一颗，约占0. 8%，其余为独头 蒜，约为6%。
[0016]本发明的创新点主要在于： 1、壮芽培养提高了试管苗诱导率： 本发明在诱导出不定芽后增加了壮芽培养阶段，优化出壮芽培养基:MS+1.0mg/LKT+l.Omg/LGA+0.2mg/LNAA+2.0mg/L6-BA，与诱导不定芽培养基（MS+5mg/L 6-BA+l.Omg/LNAA)相比，降低了 6-BA和NAA的浓度，添加了两种激素KT和GA,加速了带 绿点的愈伤组织分化不定芽和已分化的不定芽生长速度快，苗壮，颜色浓绿，为组培苗生根 打下基础，提高了试管苗的诱导率。
[0017]、再生植株分瓣率高提大蒜高繁殖系数： 本发明所获试管苗经过温室内短暂练苗后，10月初移栽到培养介质中转移到大田小拱 棚中练苗培养，入冬前移栽到土壤中，加双层拱棚膜保水保温，植株有充足时间缓苗、春化， 在第一代便可获得分瓣率高达94%的再生地下鳞茎，这些分瓣的再生地下鳞茎可以作为蒜 种进行种植。
[0018] 注：上面所述MS基本培养基配方： 每升培养基中含有：KNO3 1900mg,NH4NO3 1650mg,MgSO4* 7H20 370mg,KH2PO4 170mg,CaCl2* 2H20 440mg,MnSO4* 4H20 22.3mg,ZnSO4* 7H20 8.6mg,H3BO3 6. 2mg,KI 0.83mg,Na2MO3* 2H20 0.25mg,CuSO4* 5H20 0.025mg,CoCl2* 6H20 0.025mg,Na2-EDTA37.7mg,FeSO4* 7H20 27.8mg,甘氨酸 2.0mg,盐酸硫胺素 0.4mg,盐酸批咳素 0.5mg, 烟酸0? 5mg,肌醇100mg。
[0019] 本发明公开的以鳞茎片为外植体构建大蒜微繁方法所具有的积极效果在于： 1、壮芽培养提高了试管苗诱导率 利用愈伤组织途径进行快繁，可以再短时间内获得大量的不定芽，但这些不定芽在 后期的试管苗诱导及移栽过程中会出现大量的死苗现象，严重降低繁殖系数。与前人工 作不同的是，我们在诱导出不定芽后增加了壮芽培养阶段。优化出壮苗培养基:MS+1.0 mg/LKT+l.Omg/LGA+0.2mg/LNAA+2.0mg/L6-BA。与诱导不定芽培养基（MS+5mg/L 6-BA+l.Omg/LNAA)相比，降低了 6-BA和NAA的浓度，添加了两种激素KT和GA,加速了带 绿点的愈伤组织分化不定芽和已分化的不定芽生长速度快，苗壮，颜色浓绿，为组培苗生根 打下基础，提高了试管苗的诱导率。
[0020] 、再生植株入冬前移栽是获得分瓣地下再生鳞茎的重要保障 北方一般在"九里"种蒜，主要是大蒜可以在较低的温度下完成春化过程，利于大蒜抽 薹和地下鳞茎膨大。组培苗细小苗弱，如果在"九里"移栽，虽然能够完成纯化过程，但缓苗 慢，苗期长，当天气温度达到30度以上时，还没有完成地下鳞茎膨大，大蒜就停止生长，转 入休眠期，因此第一代多收获小独头蒜，即使有少量分瓣蒜，也多不够成熟，晾晒后干瘪，无 法作为蒜种进一步种植(数据未列出）。本发明在大蒜自然结束休眠后开始诱导愈伤组织， 通过不定芽诱导、多种激素参与的壮芽培养和根诱导形成试管苗，试管苗经过温室内短暂 练苗后，10月初移栽到培养介质中转移到大田小拱棚中练苗培养，入冬前移栽到土壤中，加 双层拱棚膜保水保温，植株通过充足时间缓苗、春化后，来年3月撤掉拱棚，其它的田间管 理与地下鳞茎收获与对照株相同，在第一代便可获得大量分瓣的再生地下鳞茎，这些分瓣 的再生地下鳞茎可以作为蒜种进行种植。
[0021]
【附图说明】： 图1愈伤组织诱导；大蒜鳞茎片在愈伤组织诱导培养基上培养〇d(a)、4d(b)、6d(c)、 10d(d)、14d(e)、21d(f)、25d(g)和 30d(h); 图2愈伤组织的继代及不定芽的分化图；a:生长30的愈伤组织；b:继代一次的愈伤 组织；c:继代2次的愈伤组织；d:接到分化培养基上的愈伤组织；e:开始分化的愈伤组织； f-i:分化 15d、18d、25d、30d的幼芽； 图3壮芽培养图；在壮芽培养基上培养10d(a)、15d(b)、20d(c)、30d(d)不定芽； 图4试管苗生根培养图；a:刚刚移栽到生根培养基中的试管苗；b:在生根培养基中生 长8d的试管苗；c:在生根培养基中生长20d的试管苗；d、e:在生根培养基中生长30d的 试管苗； 图5收获的第一代大蒜鳞茎；a为对照株鳞茎；b，c，d为再生株鳞茎。
[0022]
【具体实施方式】
[0023] 下面结合实施例，对本发明进一步说明，下述实施例是说明性的，不是限定性的， 不能以下述实施例来限定本发明的保护范围。本发明所述的各种原料均有市售。特别是 MS(Murashige和Skoog发明的培养基，缩写为MS)、KT(kinetin激动素，一种细胞分离素）、 6-BA出苄基腺嘌呤）、NAA(吲哚乙酸）基本培养基有市售。
[0024] 实施例1 一种以鳞茎片为外植体构建大蒜微繁的方法： (1) 外植体的获得： 选取生长健壮、无病虫害、自然结束休眠后的大蒜蒜头，剥去外面鳞叶，用自来水冲洗 20min，用0.l%(w/w)升萊浸泡IOmin,无菌水冲洗3次，再在75%(w/w)酒精中浸泡5min，杀 灭表面细菌,无菌水冲洗3次，再用滤纸吸干备用； (2) 大蒜愈伤组织诱导： 在超净台上将大蒜鳞茎切2_厚薄片，接种到愈伤组织诱导培养基中，置人工气候箱 中培养：日温25°C，夜温20°C，光照强度为1500Lux，光照时间14h/d，6天后在外植体上 形成微小的愈伤组织颗粒，接种25天后外植体上已经形成大量的愈伤组织颗粒； (3) 愈伤组织继代及不定芽分化： 将生长旺盛的愈伤组织切下，接种到新鲜的继代培养基中进行继代培养，25天之后愈 伤组织增殖明显，在同样培养基上再继代一次，挑选生长状况良好的愈伤组织颗粒转移到 不定芽分化的培养基上进行分化培养，经过10天的分化培养，