专利名称：CkGST基因的用途的制作方法
技术领域：
本发明涉及了 CkGST基因的用途，特别是增强各种逆境抗性的用途。具体地说， 本发明涉及转CkGST基因的植物增强了对重金属，NaCl, ABA,杀虫剂，杀菌剂和除草剂的抗性。
背景技术：
在植物受到外界逆境胁迫时(如盐胁迫、干旱胁迫、杀虫剂喷洒、重金属污染等)， 都会导致植物体内反应活性氧(ROS)(如02、Η202、02‘、0Η‘等)的产生。而这些所产生的反应活性氧(R0Q具有很高的破坏性，其主要攻击细胞膜上脂类中的不饱和双键，产生自由基连锁反应，导致这类脂类化合物的过氧化，裂解，对细胞产生毒害[1]。谷胱甘肽-S-转移酶(GST，E. C. 2. 5. 1. 18)是一种多功能酶，主要催化还原型的谷胱甘肽(GSH)与疏水的亲电子的化合物发生亲电子取代反应。GST在动、植物以及微生物中均有发现。它可催化植物细胞质中还原型的GSH与亲电子化合物发生发应，从而增加这类化合的水溶性、消除其亲电性，减少细胞内亲电化合物对细胞膜的破坏性，具有减毒作用 首先，植物中的某些GST蛋白具有抗部分除草剂的作用，如水稻中的OsGSTLI基因具有抗除草剂氯磺隆的功能[2]；其次来自某些植物的GST蛋白还具有过氧化酶活性，在抗冻、抗渗透胁迫中起着重要作用；再次，GST蛋白还可以结合蛋白或配体，以分子伴侣的形式参与细胞胞质中物质的转运，其中已知GST蛋白可以作为载体与如细胞分裂素、植物激素、花青素等相结合，参与这些物质的胞内运输。已发现一些植物GST蛋白会受到外界逆境胁迫的诱导，如2，4-D、乙烯、杀虫剂、重金属、热激、氧化、病原体以及干旱等胁迫所诱导[3’4]，研究表明GST蛋白可作为分子伴侣参与细胞中花青素的转运，调控花的颜色te]。目前大豆、拟南芥、小麦、玉米、烟草、豌豆等众多植物中均发现有GST的存在，利用不同植物来源的GST基因所获得的转基因植株可以表现出对不同的除草剂、重金属胁迫的抗性[6]。由于其可以催化还原态GSH对ROS的消除反应，具有抗氧化性能力，而盐胁迫、干旱胁迫、低温胁迫均会导致ROS的产生，产生氧化胁迫。因此利用这类基因进行遗传转化， 可以提高目标植物的抗逆性，但不同植物来源的抗逆性有所不同[1]。目前尚未检索到来自灌木植物柠条的编码GST的基因CkGST转化植物并提高其抗性的研究。本发明发现CkGST比已发表的植物GST[7’8’9]对其底物GSH具有更低的Km值(图 3)，这意味着CkGST具有更强的转移GSH的能力，从而具备更强的抗逆能力。本发明发现将 CkGST基因转入植物拟南芥可以使拟南芥显著提高对NaCl、重金属、ABA、除草剂、杀菌剂、 杀虫剂的抗性。目前尚未发现同时具有如此多抗逆性的GST基因或蛋白。在众多有关GST 的报道中，对ABA、除草剂中的草胺膦、杀菌剂、杀虫剂的抗性尚未见报道。
发明内容
本发明的一个方面，提供序列为SEQ ID NO 8的CkGST基因在提高植物对重金属抗性中的应用。优选地，所述重金属为Cu或Ni。
3
在本发明的另一个方面，提供序列为SEQ ID NO 8的CkGST基因在提高植物对盐的抗性中的应用。在本发明的另一个方面，提供序列为SEQ ID NO 8的CkGST基因在提高植物对除草剂的抗性中的应用。优选地，所述除草剂为草胺磷。在本发明的另一个方面，提供序列为SEQ ID NO 8的CkGST基因在提高植物对杀菌剂的抗性中的应用。优选地，所述杀菌剂为多菌灵或福星。在本发明的另一个方面，提供序列为SEQ ID NO 8的CkGST基因在提高植物对杀虫剂的抗性中的应用。优选地，所述杀虫剂为苦参碱。在本发明的又一个方面，提供序列为SEQ ID NO 8的CkGST基因在提高植物对植物激素的抗性中的应用。优选地，所述植物激素为ABA。
图1. CkGST所编码的氨基酸序列功能域分析。图2. CkGST原核表达纯化蛋白的SDS-PAGE电泳图。图3. CkGST酶动力学分析(a)固定GSH的终浓度为ImM，改变⑶NB的浓度，用双倒数法测得 CkGST 对 CDNB 的表观 Km 值为 18. 08mM, Vmax 为 54. 05nmol/min ； (b)固定 CDNB 的终浓度为ImM，改变GSH的浓度，用双倒数法测得CKGST对GSH的表观Km值为13. 47mM, Vmax 为 3. 74nmol/min。图4植物表达载体pGST的构建。图5.转CKGST基因拟南芥植株(G-21)在CuS04(a_c)和NiCl(d-f)处理下与野生型植株(CK)的表型比较(a)转基因和野生型拟南芥种子在0. 08mM CuSO4处理下生长35 天后的表型比较；(b)在(a)处理条件下的植株移到营养土中生长8天后的表型比较；(c) 在(a)处理条件下的植株转移到营养土中生长18天后的表型比较。(d)生长7天的幼苗在 0. 2mMNiCl处理下生长18天后的表型比较；(e)在(d)处理条件下植株移到营养土中生长 8天后的表型比较；(f)在(d)处理条件下的植株移到营养土中生长8天后的表型比较。图6.转CKGST基因拟南芥植株在不同浓度NaCl处理下与野生型植株的表型比较(a) 7天的幼苗在不同浓度NaCl处理下在培养皿生长16天后的表型比较；(b)来自于 (a)中幼苗根的比较；(c)在(a)处理条件下植株移到营养土中生长18天后的表型比较。图7.转CKGST基因拟南芥植株在不同浓度ABA处理下与野生型植株的表型比较 (a)7天的幼苗在不同浓度ABA处理下在培养皿生长16天后的表型比较；(b)来自于(a)中幼苗根的比较。图8.转CKGST基因拟南芥植株在不同浓度除草剂草胺磷处理下与野生型植株的表型比较(a)7天的幼苗在不同浓度除草剂处理下生长16天后的表型比较；(b)来自于 (a)中幼苗根的比较。图9.转CKGST基因拟南芥植株在杀菌剂处理下与野生型植株的表型比较(a)在营养土生长7天的幼苗用5mg/mL的多菌灵喷洒后生长14天后的表型比较；(b)在营养土生长7天的幼苗用lmg/mL的福星喷洒后生长14天后的表型比较。图10.转CKGST基因拟南芥植株在杀虫剂处理下与野生型植株的表型比较在营养土生长7天的幼苗用1 %苦参碱稀释200倍喷洒幼苗，生长14天后的表型比较。
具体实施例方式实施例1.柠条CkGST基因的克隆与序列结构分析以生长2-3月的柠条幼苗(种子购自新疆吐鲁番植物园)为材料，用IOOiiM ABA(Sigma公司)过夜诱导。将叶片洗浄后，放入经DEPC水处理、灭菌后的勻浆器中，加入 TRIzol(Invitrogen)研磨、勻浆，室温放置5分钟。加入氯仿抽提两次，取上清，用异丙醇 沉淀总RNA，空气干燥后，溶于DEPC水。以带polyT的引物进行逆转录获得cDNA，并进行 RT-PCR (具体操作參见 Kit DRRO19A, Takara Biotech. (Dalian) Co. Ltd)。po IyT的引物序列如下5' -CGAGCGGCCGCCCGGGCAGGTTTTTTTTTTTTTTTT-3' (SEQ IDNO 1)RT-PCR反应条件如下DEPC 7jC85 U LRNase 抑制剂 QOU/uL)5 U LOligo dT-引物IOiiLRNAIOu L_总IlOuL于65°C温浴10分钟，立即于冰上淬冷，然后加入MgCl240 U LIOXRNA 缓冲液20 ii LdNTP 混合物20 ii LAMVIOu L总90 U L_加上上面的体积总共200 ii L然后进行下列操作1. 30 "C IOmin2. 42 "C Ih3. 99 "C 5min4. 5 °C 5min取适量上述逆转录产物以下述引物(一条正向引物与一条polyT上反向引物组 合)进行PCR扩增。正向引物Ll 5' -CCGGTTCTCATCCACAATGG-3‘ (SEQ ID NO 2)反向引物Rl 5' -CGAGCGGCCGCCCGGGCAGG-3‘ (SEQ ID NO 3)PCR 条件1. 95°C Imin2. 94°C 30s3. 60°C 40s
4. 72"C 2min 回复至 2，29cycles5. 72 °C IOmin6. 4°C 放置将PCR产物连接到pMD18-T载体(TakaraBiotech. (Dalian)Co. Ltd)上用于测序， 获得含3’端序列部分GST序列。再以此序列为模板序列设计以下引物分别从逆转录反应片段中进行5’ RACE扩增，获得基因5’端序列。具体方法操作参见BD Biosciences Clontech 的 BD SMART RACEcDNA Amplification Kit (Cat. No. 634914)，并作如下改进。左端5’引物(IOuM)1 μ L
右端5，引物(IOuM)1 μ L
(MH2O7μ L
PremixTaq10 μ L
PCR程序如下
1. 95 0C2min
2. 940C20s
3. 72 0C3min回复至24个循环
4. 94 0C30s
5. 55 0C30s
6. 72 0C2min回复至229cycles
7. 72 0CIOmin
8. 40C放置获得5，端序列。PCR产物连接到pMD18-T载体(TakaraBiotech. (Dalian)Co. Ltd) 上用于测序。经拼接后，设计以下特异性引物PCR扩增获得基因cDNA全长。正向引物(含BamH I酶切位点)
5' -CGCCGGATCCATGGCAAATGAGGTGG-3‘ (SEQ ID NO 6)
反向引物(含Mc I酶切位点)5' -CGAGGAGCTCTACTCAATGCCAAACCTCT-3' (SEQ ID NO 7)PCR 反应后，将 PCR 产物连接到 pUCm-T 载体(Takara Biotech. (Dalian) Co. Ltd) 上测序，形成pUCm-GST，获得了 CkGST的全长cDNA。该基因mRNA全长为9%bp，含有660bp 开放阅读框架(SEQ ID NO :8)，编码219个氨基酸组成的多肽(SEQ ID N0:9)，其5'端为 77bp，3'端为M!3bp。该基因所编码的蛋白含有GST类基因的N端(GSH结合位点)和C端 (底物如CDNB结合位点)结构域(见图1)。实施例2. CkGST动力学检测a)用于转化的原核表达载体的构建、原核表达及CkGST纯化将CkGSTcDNA编码区域连入原核表达载体pET28a上(Novagen公司)，经IPTG在大肠杆菌中诱导表达(具体操作参见Novagen公司pETsystem manual)。鉴于所克隆、表达的基因为 CkGST，故采用 GST 磁珠(Promega 的 MagneHis Protein Purification System, Cat. V8500)进行分离、纯化细菌表达的CkGST蛋白(图2)。具体纯化操作如下1.诱导500ml的菌液，收集菌体。用无菌水洗一到两次。2.将所收集的菌体于_20°C速冻15-20分钟。3.加入IOOml的细胞裂解液(cell lysis Reagent)，在室温下轻柔混勻三十分钟。4.超声破碎细胞至溶液透明(超声3s，间隔3- ，工作次数100-200次，400w)。5. 16000xg 离心 40min，取上清。6.取 50ml 混勻 GST 磁珠(Promega)，加入 125ml 的 Binding/Wash Buffer 洗涤磁珠。用磁架吸附，弃上清。重复洗涤3-5次。7.加入 50ml Binding/Wash Buffer 和前面菌体裂解物(100ml cell lysis (pH7. 1))，于低温4°C轻柔混勻30分钟。用磁架捕获磁珠，弃上清。8.加125ml Binding/Wash Buffer，于室温轻柔混勻洗涤5分钟，再用磁架铁捕
获。重复洗涤一次。9.最后加入IOml的Elution Buffer。温育，轻柔混勻15分钟。10.用磁架捕获磁珠，收集上清，获得纯化蛋白。其中所用的细胞裂解液、洗涤液和洗脱液组成如下Dcell lysis solution30mM Tris-cl(pH 7. 1)0. ImM EDTA20% (m/v)蔗糖2) Binding/Wash Buffer (pH 6.9)4. 2mM Na2HPO42mM K2HPO4140mM NaclIOmM KCl
(配制后为pH8.0，用HCl调至6. 9)3)Elution BufferGSH 终浓度 50mMTris 终浓度 50mMb)体外所表达蛋白CkGST酶活性检测和动力学测定为了能确证CkGST的功能，利用GST类酶可以催化⑶NB与GSH间的亲和反应。 ⑶NB与GSH反应所生成的物质在340nm附近有强吸收峰，据此可对所克隆获得的CkGST 体外原核表达蛋白酶活性进行定性检测。具体操作如下在1200 μ L总体积底物溶液中， ⑶NB (Sigma公司)终浓度为4mM，GSH(Sigma公司)终浓度为5mM，加入300 μ L经过超声破碎后的全菌蛋白或适当纯化蛋白(在ΡΗ6.5的磷酸盐缓冲液里)，观测340nm处吸光度的变化。以底物溶液为参照物，对加有GST酶反应液进行定性扫描。采用紫外光度扫描 300nm-420nm。CDNB的Km值测定固定GSH的终浓度为ImM，CDNB的终浓度分别是0. 5mM, ImM, 2mM，2. 5mM测酶反应速度。GSH Km值的测定固定CDNB的终浓度lmM，GSH的终浓度分别是 0. 005mM,0. OlmM, 0. 05mM, ImM, 10mM，测定酶反应速度。用双倒数法做图(图3)并计算Km 值。结果表明CkGST对于CDNB与GSH的Km值分别为18. 08mM与13. 47 μ Μ。这与已发表的 GSTs对于⑶NB与GSH的Km值有明显差异，一般GSTs对于⑶NB与GSH的Km分别为 ImM 和 300 μ Μ。表明CkGST与其它来源的GST相比对GSH有更高的亲和力，能更有效的保护细胞。实施例3.含有CkGST基因的植物表达载体的构建根据CkGST的cds序列，设计左端带BamH I酶切位点引物(SEQ IDNO :10，5，_ATC TGGATCCATGGCAAATGAGGTGGTTCTG-3’ )，右端带 Sac I 酶切位点引物(SEQ ID NO 11，5，-TC ATGAGCTCCTACTCAATGCCAAACCTCTTTC-3‘)，采用 TaKaRa 公司高保真 Pyrobest Taq 酶，以实施例1中形成的pUCm-GST为模板，扩增出带BamH I和Mc I酶切位点的片段(680bp)，用 BamH I和Mc I双切。同时，将pBI121 (北京鼎国昌盛生物技术有限责任公司)也用BamH I和Me I双切。然后，将这两个双切产物，高温灭活BamH I和Mc I后，加入T4连接酶过夜连接，转化DH5 α，涂布LBK板，随机挑取单菌落，提质粒。取连入GST片段的pGST质粒， 即为所构建植物表达载体PBIGST。测序验证。载体构建流程图见图4。实施例4. CkGST基因拟南芥菜的转化和筛选农杆菌的转化A.取0. 2ml感受态农杆菌LBA4404 (购自北京鼎国昌盛生物技术有限责任公司) (如果从_80°C冰箱中取出，需在冰水中缓慢化开)；B.加入约0. 5-1 μ g pBIGST质粒DNA，轻轻混合，冰浴30分钟，并在液氮中速冻1 分钟；C. 37°C水浴3-5分钟，融化细胞；D.加入Iml YEP溶液，28 °C轻摇培养2-4小时；E. 5000转3分钟，去上清，将细胞重悬于0. 2ml YEP培养基中；F.均勻涂布在含Rif，Str和相应抗生素的琼脂板上，28°C温育，转化菌落可在2-3 天内出现。
农杆菌侵染拟南芥1、挑取转化CkGST基因的单菌落的LBA4404菌株(购自北京鼎国昌盛生物技术有限责任公司)接种于IOmL的YEP液体培养基(Tet 3 μ g/mL, Str 30 μ g/mL, KanR 60 μ g/ mL)中，28°C振荡培养过夜；2、取ImL菌液转接于IOOmL新鲜的YEP液体培养基中，28°C振荡培养；3、当菌液摇至0D_为2 3时，8000rpm(6000g)离心5分钟收集菌体；4、用含有2. 5% Silwet L-77 (GE公司)和5%蔗糖的V2MS液体培养基作为侵染液，将菌液稀释至0D_为0. 6 0. 8，浸泡拟南芥数分钟，再将培养液喷于植株上。5、盖上塑料膜保湿培养。1 2日后去除覆膜，培养至种子成熟。其间可在一周后重复侵染过程一次以增加侵染率。等待种子成熟时收获，晾干后去果荚，保存于4°C也可长期保存于-20°C。转基因拟南芥的筛选和鉴定将收获的Ttl代种子于4°C浸泡1天打破休眠，在12%消毒水中浸泡IOmin后用无菌水漂洗3 5遍，播种于含相应抗生素(KarA 30 μ g/mL)的MS培养基上。22°C长日照培养10天左右可见子叶伸出，此时可见抗性植株(转染了 CkGST基因，命名为G-21)呈深绿色，子叶健康；而未转化植株呈黄色或褐色，子叶萎蔫。此时将阳性植株移栽至装有蛭石和营养土的培养钵中培养至收获。用Tl代种子重复上述步骤，获转基因T2代种子。我们获得了 20个转CkGST基因的拟南芥株系。实施例5.转CkGST基因拟南芥对重金属的抗性分析将转CKGST基因的拟南芥(G-21)和野生型拟南芥(WT)的种子播到含0. OSmM CuSO4 (购自北京鼎国公司)的MS固体培养基上_，35天后观察转基因和野生拟南芥的表型。G-21株系的绿苗率(91% )要明显高于野生型(6% )。把培养基上的拟南芥移到营养土中，8天和18天后观察拟南芥的生长情况，野生型拟南芥与转基因株系G-21相比生长明显受到抑制(图5)。在MS培养基上生长7天的转基因株系G-21和野生型拟南芥幼苗移到含0. 2mM NiCl (购自北京鼎国公司)的MS培养基上继续生长18天后观察其表型。大部分野生型拟南芥的真叶枯死(91%)，而G-21只有少部分植株真叶枯死(14%)。把培养基上的拟南芥移到营养土中8天和18天后观察拟南芥的生长情况，野生型拟南芥与转基因株系G-21相比生长明显受到抑制(图5)。对5个转CkGST基因的拟南芥株系进行重复对重金属的抗性分析，均表现出对重金属CuSO4和NiCl具有抗性。实施例6.转CkGST基因拟南芥对盐的抗性分析将转CkGST基因拟南芥株系G-21和野生型拟南芥在MS培养基上培养7天后移到分别含125，150和180mM NaCl的MS培养基上继续生长18天后观察G-21和野生型拟南芥的表型。如6a所示图G-21地上部分的生长状况要明显好于野生型拟南芥。通过分析图6a 的植株根系发现，G-21的根系明显比野生型拟南芥发达，但随着NaCl浓度的升高，其差异减少(图6b)。把生长在图6a培养基上的拟南芥移到营养土中18天后观察拟南芥的生长情况，野生型拟南芥与转基因株系G-21相比生长明显受到抑制(图6c)。对5个转CkGST基因的拟南芥株系进行重复对盐的抗性分析，均表现出对NaCl具有抗性。实施例7.转CkGST基因拟南芥对植物激素的抗性分析将转CkGST基因拟南芥株系G-21和野生型拟南芥在MS培养基上培养7天后移到含1. 0和1. 5mM植物激素ABA (购自Sigma公司)的MS培养基上继续生长18天后观察 G-21和野生型拟南芥的表型。如图7a所示，在含l.OmM ABA的培养基中，野生型拟南芥地上部分比转基因拟南芥略黄，但根部和G-21相比明显受抑制(图7b)。在含1. 5mM ABA的培养基上野生型拟南芥的子叶大部分变得干枯，并且根部也明显受到抑制(7a. 7b)。对5个转CkGST基因的拟南芥株系进行重复对ABA的抗性分析，均表现出对ABA 具有抗性。实施例8.转CkGST基因拟南芥对除草剂的抗性分析将转CkGST基因拟南芥株系G-21和野生型拟南芥在MS培养基上培养7天后移到分别含3mg/ml和％ig/ml除草剂草胺磷(购自Sigma公司)的MS培养基上继续生长16天后观察G-21和野生型拟南芥的表型。如图8所示，在除草剂草胺磷培养基上，野生拟南芥生长明显受到抑制，且大部分枯死，而G-21转基因株系能够在草胺磷的 MS培养基上正常生长。对5个转CkGST基因的拟南芥株系进行重复对ABA的抗性分析，均表现出对ABA 具有抗性。实施例9.转CkGST基因拟南芥对杀菌剂的抗性分析将转CkGST基因拟南芥株系G-21和野生型拟南芥在MS培养基上培养7天后移到营养土里，7天后用5mg/mL的多菌灵(购自北京植保站)或lmg/mL的福星(购自北京植保站)喷洒幼苗，14天后观察G-21和野生型拟南芥的表型。如图9所示野生型拟南芥与转基因株系G-21相比生长明显受到抑制。对5个转CkGST基因的拟南芥株系进行重复对杀菌剂的抗性分析，均表现出对福星和多菌灵具有抗性。实施例10.转CkGST基因拟南芥对杀虫剂的抗性分析将转CkGST基因拟南芥株系G-21和野生型拟南芥在MS培养基上培养7天后移到营养土里，7天后用苦参碱稀释200倍(购自北京植保站)喷洒幼苗，14天后观察G-21 和野生型拟南芥的表型。如图10所示野生型拟南芥与转基因株系G-21相比生长明显受到抑制。对5个转CkGST基因的拟南芥株系进行重复对杀虫剂的抗性分析，均表现出对苦参碱具有抗性。参考文献1. Blokhina 0 et al. (2003) Antioxicants, oxidative damage and oxygendeprivation stress :a review. Annals of Botany 91 179-194.2. Hu TZ et al. (2009) Enhanced tolerance to herbicide of rice plants byover-expression of a S-trransferase. Molecular Breeding 24 :409-418.3. Marrs KA (1996) The functions and regulation of glutathioneS-transferases in plants. Annu. Rev. Plant Physiol.Plant Mol. Biol. 47
10127-158.4. Xu FX et al. (2002)Tandemly duplicatied sfeener-induced glutathioneS-transerase genes from Triticum tauschi i contribute to genome-andorgan—specific expression in hexaploid wheat. Plant Physiology 130 362-373.5. Larsen ES et al. (2003) A carnation anthocyanin mutant is complementedby the glutathione S—transferases encoded by maize Bz2 and petunia An9.Plant Cell Reptor 21:900-904.6. Ezaki B et al. (2000) Expression of aluminum-induced genes in transgenicArabidopsis plants can ameliorate aluminum stress and/or oxidative stress.Plant Physiology 122 :657-665.7. Clark AG (1989) The comparative enzymology of the glutathioneS-transferases from non-vertebrate organisms. ComparativeBiochemistry Physiology 92 :419-446.8. Irzyk GP and Fuerst EP(1993)Purification and Characterization of aGlutathione S-Transferase from Benoxacor-Treated Maize(Zea mays). Plant Physiology 102，803-810.9. Deng F and Hatzios KK(2002)Purification and characterization of twoglutathione S-traferase isozymes from Indica-type rice involved inherbicide detoxification. Pesticide Biochemistry and Physiology 72 :10-23.10. Murashige T and Skoog F(1962)A revised medium for rapid growth andbioassays with tobacco tissue cultures.Physiol. Plant 15 :473-497.
权利要求
1.序列为SEQID NO :8的CkGST基因在提高植物对重金属抗性中的应用。
2.权利要求1所述的应用，其中所述重金属为Cu或Ni。
3.序列为SEQID NO :8的CkGST基因在提高植物对盐的抗性中的应用。
4.序列为SEQID NO :8的CkGST基因在提高植物对除草剂的抗性中的应用。
5.权利要求4所述的应用，其中所述除草剂为草胺磷。
6.序列为SEQID NO :8的CkGST基因在提高植物对杀菌剂的抗性中的应用。
7.权利要求6所述的应用，其中所述杀菌剂为多菌灵或福星。
8.序列为SEQID NO :8的CkGST基因在提高植物对杀虫剂的抗性中的应用。
9.权利要求8所述的应用，其中所述杀虫剂为苦参碱。
10.序列为SEQID NO :8的CkGST基因在提高植物对植物激素的抗性中的应用。
全文摘要
本发明提供了CkGST基因在增强植物抗逆性方面的应用。该基因来源于植物柠条(Caragana korshinskii Kom)。该基因编码谷胱甘肽S-转移酶。该发明涉及CkGST基因转化植物对重金属、盐、除草剂、杀菌剂、杀虫剂及ABA的抗性。
文档编号C12N15/54GK102443591SQ20101050417
公开日2012年5月9日 申请日期2010年9月30日 优先权日2010年9月30日
发明者宋丽英, 尹维波, 李之国, 胡赞民, 苏晓华, 陈宇红 申请人:中国林业科学研究院林业研究所, 中国科学院遗传与发育生物学研究所