一种来自多能干细胞的中胚层谱系间充质干细胞及其制备方法与流程

本发明属于生物与医学领域，更具体地，本发明涉及一种来自多能干细胞的中胚层谱系间充质干细胞及其制备方法，包括使用特殊的培养条件和选择技术。本发明还涉及利用这群中胚层谱系间充质干细胞的治疗方法或其临床应用。

背景技术：

间充质干细胞(mscs)属于成体干细胞的一种，是在成人体内许多组织如骨髓、脐带血、脂肪和外周血等中都存在的一大类多能细胞，在正常时处于静止状态，当所在的组织或器官受到损伤时，他们可以迅速进入增殖状态并保持极大的增殖潜力，并分化为不同的细胞类型以修复受损组织。最先发现的一类mscs是骨髓间充质干细胞(friedensteinaj,jembryolexpmorphol,1966)，其能在不同的诱导条件下向骨细胞、软骨细胞、脂肪细胞、肌肉细胞、神经细胞、造血支持细胞等方向分化，具有典型的干细胞特点。

由于mscs具有易于分离扩增及具有多向分化潜能等优点，最早被认为是组织工程理想的种子细胞而成为研究热点。随后发现mscs具有强大的免疫调节能力，更进一步推动了mscs相关的研究，使其成为最有希望实现临床化的明星细胞之一。但mscs难以规模化扩增及异质性是目前限制mscs临床化应用的两大障碍(banfietal.,2000)。

鉴于mscs广泛的来源及异质性，为了规范mscs相关的实验与临床治疗研究，国际间充质干细胞治疗委员会isct于2006年提出鉴定mscs的三个标准：(1)细胞可以粘附于塑料培养器皿；(2)细胞表达特定的表面抗原，其中cd44，cd73，cd90，stro-1和cd105/sh2阳性率>95％，cd11,cd14,cd34和cd45阳性率<2％；(3)细胞的多向分化潜能，即可以分化为软骨细胞、骨细胞及脂肪细胞等(dominicietal.,2006)。

但即使培养中的细胞完全符合isct所提出的三个标准，mscs功能上的差异也相当明显，直接导致mscs表现出增殖能力、分化能力等各方面的差异(razzouk&schoor,2012)。在clinicaltrials上登记的msc临床研究中很大比例都因结果不稳定而不得不中止研究宣告失败，导致这种差异性结果及临床效果不佳的主要原因是mscs为异质性细胞群体，不同个体、不同组织来源、甚至同一组织提取到的mscs都为包含多种亚型的异质性群体，不同亚型的mscs亚型功能各异。anokhina通过将mscs体外扩增50代，比较mscs的异质性，发现随着传代次数的增加，mscs的异质性有所下降，不同个体mscs表达相同的表面标志，说明体外扩增可以选择性地筛选mscs亚群，但是mscs的分化功能则产生了较大的差异(anokhina&buravkova,2007)。这些研究结果表明长期或大量体外扩增加于mscs群体上的选择压力将极大地影响mscs种群的构成、分化性能及治疗功效，导致不同甚至相反的结果(phinney,2012)。即使mscs的表面表型没有可检测到的变化，mscs在持续传代过程中也会丢失其多能性，或特异性地筛选出性能不佳的亚型(banfietal.,2000)。因此，区分不同亚群mscs，进而筛选出在相关应用中起关键作用的mscs亚群，消除其异质性的影响是目前将mscs临床应用的关键技术之一。

为解决mscs的来源与扩增的问题，不少研究致力于将es及ips诱导分化为mscs。据文献报道，2004年chunhuixu最早通过转染humantelomerasereversetranscriptase(htert)基因至分化中的hescs诱导esc向hef方向分化，得到的细胞有成骨分化的能力。但其未进行msc的详细鉴定。随后tizianobarberi通过与mouseop9cellline共培养40d，在添加了20％fbs的alphamem培养液中诱导esc向msc分化，流式分选cd73+细胞，被视为是第一个诱导多能干细胞向msc分化的报道(barberi,willis,socci,&studer,2005)。

05年通过op9细胞共培养得到msc的课题组，08年报道了非共培养的诱导：人escs(h1、h7、及h9细胞株)培养于包被了matrigel的孔板中，为了诱导其向msc分化，增加换液周期为3-5d。9-10d后，40％-50％的细胞表现出成纤维样形态，机械去除esc细胞，胶原酶消化分化的细胞并接入matrigel包被的新皿中。成纤维细胞进一步增加，第二次刮去未分化细胞，胰酶消化并接入明胶包被的皿中，在加了10％fbs的amem中培养，约4-6周的时间可以完成诱导(trivedi&hematti,2008)。

lian2007年报道了一种临床级的es来源msc，其通过胰酶消化esc，以含bfgf及pdgf的ksr培养基在明胶包被的培养皿中培养，长满后胰酶消化传代，一周后以cd105+与cd24-分选得到msc细胞(lianetal.,2007)。

已有专利也记载了从ips分化为间质细胞的方法，如美国杰龙公司(专利申请公布号cn101696397a)、国内付清玲(专利申请公布号cn105754936a)等都描述了一种从多能干细胞分化为间质细胞的方法。

但是，这些文献或专利报道的方法得到的细胞未控制分化路径，只着重于解决mscs的来源问题，未针对细胞的异质性提供相应的解决方案，因此诱导所得的细胞可能比骨髓来源的间充质更为异质；同时，这些方案未将细胞的功能作为重点考察对象，而治疗效果不佳的产品必定会极大地限制其应用。

技术实现要素：

基于此，为了克服上述现有技术的缺陷，本发明提供了一种来自多能干细胞的中胚层谱系间充质干细胞及其诱导方法。

为了实现上述发明目的，本发明采取了以下技术方案：

一种来自多能干细胞的中胚层谱系间充质干细胞的诱导方法，包括以下步骤：

(1)体外贴壁培养多能干细胞，保持其未分化状态；

(2)当(1)中细胞扩增到所需数量后，将细胞制备成单细胞或多细胞团块；

(3)将单细胞或多细胞团块接种于包被基质胶的培养皿上，使用多能干细胞培养液进行培养；

(4)生长0.5～5天后，在培养液中添加gsk-3通路抑制剂组合；

(5)生长2～10天后，得到中胚层祖细胞群体；将培养液更换为间充质干细胞培养液，持续培养至细胞汇合；

(6)解离收集细胞并将收集的细胞接种入新的培养皿中，使用间充质干细胞培养液持续传代培养2～6次后检测间充质干细胞的细胞表型，即得来自多能干细胞的中胚层谱系间充质干细胞群。

在其中一些实施例中，步骤(3)所述的单细胞或多细胞团块的接种数目为2×10²至2×10⁶/cm²。

在其中一些实施例中，步骤(3)中所述基质胶为matrigel或层粘连蛋白。

在其中一些实施例中，步骤(3)中还添加有rock通路抑制剂，以促进细胞存活率；所述rock通路抑制剂为y27632或thiazovivin。

在其中一些实施例中，步骤(4)中所述gsk-3通路抑制剂组合包括chir-99021、chir-99021hcl、chir-98014、ly2090314、bio-acetoxime、sb216763、和azd1080中的一种或几种。

在其中一些实施例中，步骤(4)中所述gsk-3通路抑制剂组合包括chir-99021、chir-99021hcl、chir-98014、和ly2090314中的一种或几种。

在其中一些实施例中，步骤(5)中所述中胚层祖细胞群体的brachyury阳性细胞比例高于80％。

在其中一些实施例中，步骤(5)中所述中胚层祖细胞群体的brachyury阳性细胞比例高于90％。

在其中一些实施例中，步骤(5)所述间充质干细胞培养液为添加了5％至20％血清的dmem完全培养液或商业化的无血清完全培养液。

本发明还提供了上述诱导分化方法诱导分化而得的来自多能干细胞的中胚层谱系间充质干细胞。

本发明针对现有技术诱导得到的间充质干细胞的缺陷，提供了一种优化的间充质干细胞亚群，用以增强细胞的细胞学或治疗功能。本发明同时提供间充质干细胞亚群细胞的获取方法。与现有技术相比，本发明具有如下优点：

(1)本发明通过先将多能干细胞诱导为中胚层祖细胞，再进一步诱导为间充质干细胞，可解决成人来源间充质干细胞及其他非限定诱导途径多能干细胞来源的间充质干细胞异质性与混杂的缺点，可解决间充质干细胞来源受限的问题，获得的中胚层谱系间充质干细胞具有更强的增殖与免疫调节能力；

(2)本发明通过标准化诱导分化程序，可保证不同批次间获得的细胞群具有良好的一致性。

附图说明

图1为实施例1培养的ips细胞的多能性标记免疫荧光照片；

图2为实施例1中ips细胞在gsk-3通路抑制剂中处理3d后的细胞形态图(a)及中胚层标志brachyury免疫荧光图片(b、c、d)；

图3为实施例1中中胚层祖细胞在间充质培养液中传代4次后的细胞形态图(a)及细胞表面标记流式分析图(b、c、d、e、f)；

图4为实施例1诱导得到的中胚层谱系间充质干细胞(im-msc)与骨髓间充质干细胞(bmsc)增殖能力的比较，连续传代培养60天，每次传代计数细胞增殖的总量并作图；

图5是本发明试验例1获得的中胚层间谱系间充质干细胞成骨茜素红、成脂油红o、成软骨阿利新蓝染色图；

图6是实施例2诱导得到的中胚层谱系间充质干细胞形态图；

图7是本发明试验例2中胚层谱系间充质干细胞对t细胞炎症因子ifn-γ分泌的抑制作用流式分析图。

具体实施方式

为使本发明的上述目的、特征和优点能够更加明显易懂，下面结合附图对本发明的具体实施方式做详细的说明。在下面的描述中阐述了很多具体细节以便于充分理解本发明。但是本发明能够以很多不同于在此描述的其它方式来实施，本领域技术人员可以在不违背本发明内涵的情况下做类似改进，因此本发明不受下面公开的具体实施的限制。以下实施例中所涉及的技术，除非特别说明，均是本领域技术人员熟知的细胞生物学、生物化学、分子生物学等各个领域的常规技术。

实施例1ips(诱导多能干细胞)向中胚层间充质干细胞的诱导

包括以下步骤：

一、ips细胞的培养

ips细胞可以方便地通过商业化或实验室构建获得。本发明着重阐述在稳定建立的多能干细胞系基础上的进一步培养与分化操作。ips细胞可在无饲养层的条件下大规模扩增且保持未分化状态。培养液可选用stemcell公司的mtesr系列产品、e8等，与上述几种培养液相适应的，需要在培养基质上包被胞外基质，如matrigel或层粘连蛋白。保证高质量的ips细胞是进行下一步诱导的关键。

基于mtesr1与matrigel培养体系，具体的培养操作如下：

1培养皿的包被：冰上融解matrigel，dmem/f12稀释matrigel至1:20至1:200，加入孔板中室温包被1h以上备用。

2从液氮中取出冻存管，于37℃水浴中快速解冻ips细胞，转移入已加有5mlmtesr1完全培养液的15ml离心管中，250g离心5min收集细胞。

3吸去包被的matrigel，以2mlmtesr1重悬细胞，均匀地将细胞接种入包被好的孔板中，放入37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置贴壁培养。

4每天更换培养液，彻底吸去旧的培养液，加入新鲜的预热好的培养液，继续培养，直至细胞克隆长至适合传代的大小。

5细胞传代前，使用pbs洗涤细胞两次，加入0.5mm的edta于37℃孵育1至10min，镜下观察，使细胞解离成小的细胞团块，吸去edta，以pbs轻轻软打细胞，保证细胞维持小团块状；

6转移细胞团块入15ml离心管中，250g离心5min收集细胞。

7以mtesr1重悬细胞，以1：6或其他合适的比例均匀地将细胞接种入包被好的孔板中，放入37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置贴壁培养。

8持续传代以获取足够的细胞量进行下一步的分化诱导。

图1为本实施例中培养的ips细胞的多能性标记免疫荧光照片；可见细胞表达多能性干细胞标志性的转录因子nanog、oct4及sox2和表面分子tra-1-60、ssea4及tra-1-81。

二、中胚层祖细胞的诱导

1使用pbs洗涤细胞两次，加入0.5mm的edta于37℃孵育1至10min，镜下观察，使细胞解离成单细胞或小的细胞团块，吸去edta，以pbs轻轻软打细胞，使细胞分散均匀。

2转移细胞入15ml离心管中，250g离心5min收集细胞。

3以e8完全培养液重悬细胞团，以1×10⁴/cm²的密度均匀地将细胞接种入包被好matrigel的孔板或培养皿中。放入37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置培养。

4培养第二天，在培养液中添加终浓度为10μm的gsk-3通路抑制剂chir99021。

5静置培养2至5d，期间每天换液一次。得到的贴壁中的细胞可进行下一步的诱导或中胚层标记物的检测。

图2为本实施例中ips细胞在gsk-3通路抑制剂中处理3d后的细胞形态图(a)及中胚层标志brachyury免疫荧光图片(b、c、d)。gsk-3通路抑制剂中处理3d后，细胞开始向纤维样转变，多触角；表达中胚导标志性转录因子brachyury的阳性细胞比例接近100％，说明多能干细胞经过诱导已经转变为中胚层祖细胞。

三、中胚层祖细胞向间充质干细胞的诱导分化

1中胚层祖细胞于37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置培养。

2第二天，更换中胚层细胞培养液为间充质干细胞培养液(ldmem+10％胎牛血清)，于37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置培养，每2～3d换液。

3细胞生长至80～90％融合后，以胰酶消化传代，接种入普通的组织培养处理过的细胞培养皿；同时取一部分细胞检测cd44、cd73、cd90、cd34、cd45等细胞表面分子表达情况。

4重复步骤3，直至表达cd44、cd73、cd90的细胞达到95％以上；表达cd34、cd45的细胞少于5％，即得中胚层谱系间充质干细胞。

图3为本实施例中中胚层谱系细胞在间充质培养液中传代4次后的细胞形态图(a)及细胞表面标记流式分析图(b、c、d、e、f)；诱导得到的中胚层谱系间充质干细胞表现出典型的纤维样；表达间充质干细胞的表面标志cd44、cd73、cd90，不表达造血干细胞的标志cd34、cd45。

图4为本实施例诱导得到的中胚层谱系间充质干细胞(im-msc)连续传代培养60天，每次传代计数细胞增殖的总量并作图，对比同样操作的骨髓间充质干细胞(bmsc)，数据显示诱导得到的中胚层谱系间充质干细胞具有更强的增殖能力。

实施例2h1es胚胎干细胞向中胚层间充质干细胞的诱导

包括以下步骤：

一、h1es细胞的培养

h1es细胞可以方便地通过商业化购买获得。本发明着重阐述在稳定培养h1es细胞系基础上的进一步培养与分化操作。

h1es细胞可在无饲养层的条件下大规模扩增且保持未分化状态。培养液可选用stemcell公司的mtesr系列产品、e8等，与上述几种培养液相适应的，需要在培养基质上包被胞外基质，如matrigel或层粘连蛋白。保证高质量的多能干细胞是进行下一步诱导的关键。

基于mtesr1与matrigel培养体系，具体的培养操作如下：

1培养皿的包被：冰上融解matrigel，dmem/f12稀释matrigel至1:20至1:200，加入孔板中室温包被1h以上备用。

2从液氮中取出冻存管，于37℃水浴中快速解冻h1es细胞，转移入已加有5mlmtesr1完全培养液的15ml离心管中，250g离心5min收集细胞。

3吸去包被的matrigel，以2mlmtesr1重悬细胞，均匀地将细胞接种入包被好的孔板中，放入37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置贴壁培养。

4每天更换培养液，彻底吸去旧的培养液，加入新鲜的预热好的培养液，继续培养，直至细胞克隆长至适合传代的大小。

5细胞传代前，使用pbs洗涤细胞两次，加入0.5mm的edta于37℃孵育1至10min，镜下观察，使细胞解离成小的细胞团块，吸去edta，以pbs轻轻软打细胞，保证细胞维持小团块状；

6转移细胞团块入15ml离心管中，250g离心5min收集细胞。

7以mtesr1重悬细胞，以1比6或其他合适的比例均匀地将细胞接种入包被好的孔板中，放入37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置贴壁培养。

8持续传代以获取足够的细胞量进行下一步的分化诱导。

二、中胚层祖细胞的诱导

1使用pbs洗涤细胞两次，加入0.5mm的edta于37℃孵育1至10min，镜下观察，使细胞解离成单细胞或小的细胞团块，吸去edta，以pbs轻轻软打细胞，使细胞分散均匀。

2转移细胞入15ml离心管中，250g离心5min收集细胞。

3以e8完全培养液重悬细胞团，以5×10⁴/cm²的密度均匀地将细胞接种入包被好matrigel的孔板或培养皿中。放入37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置培养。

4培养第二天，在培养液中添加终浓度为10μm的gsk-3通路抑制剂chir-98014。

5静置培养2至5d，期间每天换液一次。

三、中胚层祖细胞向间充质干细胞的诱导分化

1中胚层祖细胞于37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置培养。

2第二天，更换中胚层细胞培养液为间充质干细胞培养液(stemcell公司无血清间充质干细胞完全培养液)，于37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置培养，每2～3d换液。

3细胞生长至80～90％融合后，以胰酶消化传代，接种入普通的组织培养处理过的细胞培养皿；同时取一部分细胞检测cd44、cd73、cd90、cd34、cd45等细胞表面分子表达情况。

4重复步骤3，直至表达cd44、cd73、cd90的细胞达到95％以上；表达cd34、cd45的细胞少于5％，即得中胚层谱系间充质干细胞。

图6是本实施例诱导得到的中胚层谱系间充质干细胞形态图。分别是4倍、10倍及20倍物镜下的细胞形态图，显示细胞呈现典型的纤维样。

试验例1中胚层谱系间充质干细胞的成骨成脂成软骨诱导分化

1成骨分化：中胚层谱系间充质干细胞生长至80～90％融合后，将培养液换为成骨诱导分化培养液(l-dmem+10％fbs+10mmβ-glycerophosphate+50μg/ml维生素c及100nm的地塞米松)。每3d换液一次，诱导培养14d后进行茜素红染色分析。

2成脂分化：中胚层谱系间充质干细胞生长至80～90％融合后，将培养液换为成脂诱导分化培养液(h-dmem+10％fbs+100nmindo+0.5mmibmx及1mm的地塞米松)。每3d换液一次，诱导培养21d后进行油红o染色分析。

3成软骨分化：消化收集中胚层谱系间充质干细胞，以2.5×10⁵/15ml离心管的细胞量分接入15ml离心管中，200×g离心5min，弃上清，加入1ml软骨分化诱导培养液(h-dmem+10ng/ml重组人转化生长因子(recombinanthumantransforminggrowthfactor-β3,tgf-β3)，100nm地塞米松，50μg/ml维生素c，1mm丙酮酸钠，40μg/ml脯氨酸及its+premix)。每3d换液一次，诱导培养21d后进行阿利新蓝染色分析。

图5为本试验例获得的中胚层间谱系充质干细胞成骨茜素红、成脂油红o、成软骨阿利新蓝染色图。茜素红染色显示获得的中胚层间谱系充质干细胞成骨诱导分化后可产生明显的钙沉积；油红o染色显示细胞向脂肪分化诱导后产生了明显的脂滴；阿利新蓝着色说明细胞在软骨分化诱导后分泌产生大量软骨特异的糖胺聚糖。

试验例2中胚层谱系间充质干细胞对t细胞炎症因子ifn-γ分泌的抑制作用检测

1mscs培养液重悬mscs，以4×10⁴/cm²的密度接种入孔板中。

2以1640+10％fbs培养液重悬cd³⁺t细胞。

3以1比5的比例将t细胞接种入培养了mscs的孔中，于37℃、5％co2和95％湿度的培养箱中静置培养3d。

43d后，加入刺激剂处理6h。

56h后，转移悬浮的t细胞入15ml离心管，500g离心10min收集细胞。

6以100μlpbs重悬细胞，再加入100μl4％的pfa室温固定细胞20min。

7pbs洗涤固定好的细胞后加入皂苷穿透，同时加入ifn-γ抗体室温孵育15min。

8pbs洗涤标记好的抗体，最后以pbs重悬细胞进行流式检测。

图7是本试验例中胚层谱系间充质干细胞对t细胞炎症因子ifn-γ分泌的抑制作用流式分析图，显示中胚层谱系间充质干细胞(im-msc)较骨髓来源的间充质干细胞(bmsc)具有更强的炎症因子抑制作用。

以上所述实施例的各技术特征可以进行任意的组合，为使描述简洁，未对上述实施例中的各个技术特征所有可能的组合都进行描述，然而，只要这些技术特征的组合不存在矛盾，都应当认为是本说明书记载的范围。

以上所述实施例仅表达了本发明的几种实施方式，其描述较为具体和详细，但并不能因此而理解为对发明专利范围的限制。应当指出的是，对于本领域的普通技术人员来说，在不脱离本发明构思的前提下，还可以做出若干变形和改进，这些都属于本发明的保护范围。因此，本发明专利的保护范围应以所附权利要求为准。