转hgf基因骨髓基质干细胞在制备骨修复材料中的应用的制作方法

专利名称：转hgf基因骨髓基质干细胞在制备骨修复材料中的应用的制作方法
技术领域：
本发明涉及医用配制品，具体是转基因骨髓基质干细胞在制备骨修复材料中的应用。
背景技术：
骨髓基质干细胞(bone marrow stromal cells, BMSCs)是一种由骨髓中分离获得的具有多 种分化潜能的间质干细胞，取材方便、对机体损伤小，分离和扩增容易，同时还能分泌大量 的促细胞和血管生长因子，许多研究表明BMSCs在人器官修复治疗中的应用前景十分广阔， 如在肝损伤、骨损伤、心脏缺血等的治疗中都表现出较好的效果。
肝细胞生长因子(hepatocyte growth factor, HGF)发现于急性肝损伤动物血浆中，能刺 激肝细胞的DNA合成，且在肝再生过程中起重要作用，它是一种肝素结合蛋白质，对肝素 有较强的亲和力，其主要生理作用有- (l)启动肝再生；(2)促细胞分裂作用；(3)类似(细胞)扩 散因子的功能(4)肿瘤坏死作用。
《Treatment of Myocardial Ischemia with Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells Overexpressing Hepatocyte Growth Factor》 一文公开了一种转HGF基因骨髓基质干细胞的制 备方法及其在治疗心肌缺血中的应用(Hai-Feng Duan, Chu-Tse Wu^et. MOLECULAR THERAPY Vol.8，No.3,September 2003)，该转HGF基因骨髓基质干细胞是将人HGF基因通过 腺病毒载体系统转染到大鼠BMSCs中得到的，用于治疗心肌缺血。

发明内容
本发明的目的是提供转HGF基因骨髓基质干细胞的新用途，即在制备骨修复材料中的新 应用。
本发明实现上述目的的技术方案是转HGF基因骨髓基质干细胞在制备治疗早期股骨头 缺血性坏死的骨修复材料中的应用。
实现本发明用途的一种骨修复材料，该材料由转HGF基因骨髓基质干细胞和培养液组 成，其中所述的转HGF基因骨髓基质干细胞的含量是5Xl(^ l()8个/ml，最好是l(^个/ml: 所述的培养液可以是无血清DMEM培养液或无血清RPM 1640培养液,最好是无血清DMEM 培养液。
本发明所述的HGF为人肝细胞生长因子，其基因的序列记载于《Molecular cloning and sequence analysis of cDNA for human hepatocyte growth factor》(MiyazawajK., Tsubouchi，H" Naka^D" Takahashi，K.， Okigaki,M.， Arakaki，N" Nakayama^H" Hirono,S.， Sakiyama^O" Gohda^E" Daikuhara^ Y. and Kitamura^N. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1989, 163(2): 967-973 );所述
的骨髓基质干细胞为同种异体骨髓基质干细胞或自体骨髓基质干细胞。
本发明所述的骨修复材料的制备方法是将转HGF基因骨髓基质干细胞按配比混悬于培
养液，即可。
本发明所述的转HGF基因骨髓基质干细胞的制备方法是
(1) 利用AdMax系统，制备重组腺病毒Ad-HGF:将人HGF基因插入到穿梭质粒载体 pDC316，构建穿梭质粒pDC316/HGF，将pDC316/HGF与包装质粒pBHGloxAEl，3Cre共转 染293细胞，得重组腺病毒Ad-HGF;
(2) 扩增重组腺病毒Ad-HGF，采用HPLC色谱层析纯化；
(3) 髂骨穿刺抽取同种异体或自体骨髓，分离、纯化BMSCs，体外培养至第二代，按 腺病毒感染复数量(MOI) =300取Ad-HGF转染第二代BMSCs，即可。
上述方法中所述的穿梭质粒pDC316/HGF可用酶切方法鉴定将pDC316/HGF经&c I
双酶切后将得到大小分别为2，200bp和3,913bp的片段。 所述的重组腺病毒Ad-HGF可用PCR方法鉴定
(1) 引物为上游引物5'-TAGAGCTCATGTGGGTGACCAAACTCCT-3'，下游引物 5'-TAGTCGACCTATGACTGTGGTACCTTAT -3';
(2) 反应体系取50nl毒种上清液，加入2nl蛋白酶K， 56。C温育，煮沸10min，冰 浴冷却，取lfil作为模板，10^M上游引物1^1、 10nM下游引物1^1、 lOmMdNTPlinl、 2.5U/nl Taq酶lfil、 10X PCR Buffer 5nl、 ddH2O40nl，反应体系为5(Hih
(3) 反应程序95r预变性5min，然后95°C 30s， 58汇30s， 2min，共30个循 环，最后72"C延伸10min，扩增产物为一长2^200bp的DNA片断。
本发明骨修复材料可通过RT-PCR、原位杂交方法检测HGFmRNA的表达、免疫组化方 法检测HGF蛋白的表达、ELISA方法检测HGF蛋白的分泌。
本发明所述的骨修复材料用于治疗早期ANFH的方法是将本发明骨修复材料经髓芯减压 隧道移植到股骨头坏死区，材料中的转HGF骨髓基质干细胞中含有骨祖细胞，具有良好的向 成骨细胞分化的潜能，在局部"成骨微环境"下，能够进行增殖并分化为成骨细胞；而转HGF 骨髓基质干细胞分泌的HGF对BMSCs有趋化作用，局部高分泌的HGF可使BMSCs "停留" 在坏死区局部，利于其向成骨细胞分化；且HGF能抑制BMSCs凋亡，诱导新血管生成，改 善股骨头血供，从而达到治疗ANFH的目的。


图1是穿梭质粒pDC316/HGF的酶切鉴定电泳图，其中1为pDC316/HGF经Sac I单酶 切结果，2为pDC316/HGF经Sac1双酶切结果，3为pDC316经I+Sa/1双酶切结
果，4为DL15000marker。
图2是Ad-HGF的PCR鉴定，其中1以正常293细胞上清为模板，2以产毒293细胞上 清为模板，3以PDC316/HGF质粒为模板，4为DL2000 marker。
图3是本发明转基因兔BMSCs中HGF mRNA表达的RT-PCR分析，其中1为DL15000 marker, 2为未转染的BMSCs阴性对照，3为转HGF基因骨髓基质干细胞。
图4是转基因兔BMSCs中HGF表达的原位杂交分析，其中图4-A为未转染的BMSCs 阴性对照，图4-B为转HGF基因BMSCs组。
图5是转基因兔BMSCs中的HGF表达的免疫组化分析，其中图5-A为未转染的BMSCs 阴性对照，图5-B为转HGF基因BMSCs组。
图6是转HGF基因菟BMSCs中的HGF表达的ELISA分析。
图7是对兔早期激素性ANFH治疗的DR检査图，其中图7-A为正常组，图7-B为造模 组，图7-C为治疗组。
图8是对兔早斯激素性ANFH治疗,的MRI检査图，其中图8-A为正常组，图8-B为造 模组，C为治疗组。
图9是对兔早期激素性ANFH治疗的常规CT检查图，其中图9-A为正常组，图9-B为 造模组，图9-C为治疗组。
图10对兔早期激素性ANFH治疗的CT灌注检査(血容量BV图)，其中图10-A为正常 组，图10-B为造模组，图10-C为本发明骨修复材料移植+髓芯减压治疗组，图10-D为单纯 髓芯减压治疗组。
图11是对兔早期激素性ANFH治疗的墨汁灌注造影(XIO)，其中图ll-A为正常组， 图ll-B为模型组，图ll-C为单纯髓芯减压治疗组，图ll-D为本发明骨修复材料移植+髓芯 减压治疗组。
图12是对兔早期激素性ANFH治疗的病理组织学HE染色图(X200)，其中图12-A为 正常组，图12-B为模型组，图12-C为单纯髓芯减压治疗组，图12-D为本发明骨修复材料移 植+髓芯减压治疗组。
图13是对兔早期激素性ANFH治疗的病理组织学观察(VEGF免疫组化观察，X400)， 其中图13-A为正常组，图13-B为模型组，图13-C为单纯髓芯减压治疗组，图13-D为本发 明骨修复材料移植+髓芯减压治疗组。
具体实施方式
制备例 例l
本发明骨修复材料的制备-1、利用AdMax系统，制备重组腺病毒Ad-HGF (1)构建穿梭质粒pDC316/HGF，具体方法是
① 目的基因的扩增
上游引物5'-TAGAGCTCATGTGGGTGACCAAACTCCT-3',引入S"cI位点；下游引物 5'-TAGTCGACCTATGACTGTGGTACCTTAT -3'，引入I位点。提取共表达人HGF-Met 的NIH3T3-HO细胞的总RNA，以OligdT为引物进行逆转录，然后加入上、下游引物进行PCR 扩增95。C预变性5min，然后95°C 30s, 58°C 30s， 72°C 2min，共30个循环，最后72。C延 伸10min。
② 穿梭质粒的构建将PCR产物插入pGEM-T载体，转化感受态菌DH5a。提取质粒， DNA测序正确后，以S加I及^/I双酶切，回收2，200bp片段，插入穿梭载体pDC316的相 ,-;u1^，以连接产物转化DH5a感受态菌，提取质粒pDC316/HGF，酶切鉴定结果如图1所 示。
(2) pDC316/HGF与包装质粒pBHGloxAEl，3Cre共转染293细胞，具体方法是
① 转染前一天,将293细胞接种于六孔板中，每孔5X 105个细胞，培养液为DMEM+10% Hyclone胎牛血清，置37。C含5% C02的培养箱中培养过夜。
② 转染当天换液，用新鲜的含10W胎牛血清的DMEM培养液继续培养。待细胞生长至 底面积的80-90%时，取骨架质粒包装质粒pBHGloxAEl，3Cre和穿梭质粒pDC316/HGF，用 Lipofectamine2000脂质体进行转染。具体步骤为1 )每个转染孔取骨架质粒pBHGloxAEl，3Cre 4吗，穿梭质粒pDC316/HGFlng，混和均匀。2)质粒用30(Hil的DMEM培养液进行稀释， 室温放置5min。 3)取1(^1的脂质体用300^1的DMEM培养液进行稀释，室温放置5min。 4) 将两者混和，室温避光放置30min。然后将混合物加入到细胞中。
③ 转染后第二天，将长满的细胞传代于25cm2细胞培养瓶中，用含5%胎牛血清的DMEM 培养液继续培养，每天观察，待细胞长满瓶底时，再传入75ci^细胞培养瓶中，密切观察有 无出毒迹象。
④ 结果在第八天时，发现细胞有出毒迹象，细胞变大变圆，呈葡萄状，并开始出现明显 噬斑。第11天时，细胞大部分病变并从底部脱落。
⑤ 收毒。将出毒的细胞培养瓶先后置于液氮和37"水浴锅中反复冻融三次，使病毒从 病变细胞中充分释放。将冻融液离心，3000rpm,收集含病毒的上清液，弃掉细胞碎片沉淀。
该病毒上清即为第一代毒种(Pl)，命名为Ad-HGF，作为随后大量病毒扩增的毒种。
⑥ 毒种鉴定在25cn^细胞瓶中培养293细胞，待细胞生长至90%满时，取上述第一代
毒种50(^1接种于细胞上，待细胞完全病变时按前述方法冻融细胞三次，离心收集病毒上清 液，此即为第二代毒种(P2)。取50plP2毒种上清液，加入2nl蛋白酶K(10mg/ml)， 55。C消 化lh，煮沸10min，立即放入冰浴5min，取1^1作为模板，用HGF上、下游引物进行PCR 鉴定，扩增条件同上。若能够特异地扩增出2,200bp的条带，证明该重组腺病毒携带目的片 段。
2、 扩增病毒，采用HPLC色谱层析纯化，具体方法是
(1) 在l个75cr^方瓶中接种4Xl(^293细胞，培养过夜，待细胞生长至90%满时，取 2mlP2代毒种接种培养瓶内，24h，显微镜下观察发现有60%细胞病变，44h后细胞完全病变。
(2) 收获病变细胞混悬液后，冻融三次，离心，取上清，按同样方法接种于另外4个 750112方瓶中，44h完全出毒，收获病毒，用于接种转瓶。
(3) 在每个转瓶中接种1.8X1()S个293细胞，共接种4个转瓶，等细胞生长至90%融合 时，按10ml/转瓶(MOI约为1)接种第2步收获的病毒上清，染毒后70h收获病变细胞混悬 液。
(4) 混悬液3000rpm离心，弃上清，细胞沉淀用Tris缓冲液重悬，反复冻融三次，6000rpm 离心，取上清，用DNase酶消化后，用0.45nm的滤膜过滤，然后利用Waters 600E HPLC进 行纯化，具体步骤如下-
① 先用含25%甘油的50mmoI/LTris(pH7.5)缓冲液将样品稀释至5xlO"vp/ml;
② 使用200jU定量环(即上样1.0xl0"vp)。使用lml Resource Q柱(6.4x30mm)，置于 3(TC下使用；
③ 洗脱梯度从50mmol/L Tris(pH7.5)到50mmol/L Tris, lmol/L NaCl(pH7.5)，洗脱时间 30min，流速lml/min;
④ 使用260nm和280nm两个紫外波长进行检测，依据腺病毒特征吸收X260/280=1.25± 0.08，收集腺病毒峰；
◎将纯化后的病毒保存于腺病毒培养液中，经除盐处理后用0.22拜 一次性滤器过滤除 菌，分装保存于-7(TC冰箱。
(5) 纯化后Ad-HGF质量检定测病毒OD260值，按公式v.p./ml =OD260X 1.1 X稀 释倍数X1012，计算得到每ml制品中的病毒颗粒数，即物理滴度；用TCID50检测病毒的感 染性滴度。结果显示纯化的Ad-HGF物理滴度1.0xl012v.p./ml，感染性滴度2.6xl01G TCID50/ml， HPLC鉴定纯度98X， PCR鉴定目的基因如图2所示。
3、 兔BMSCs的分离和培养
取4-8周龄健康新西兰大白兔，麻醉后，以髂后上棘为穿刺点，用16号髂骨穿刺针抽吸
骨髓3ml，混入含肝素钠的DMEM培养液中反复抽吸吹打，800g离心5min，弃上清，用5ml 含10%FCS、 lOOu青霉素、100ug链霉素的完全DMEM培养液重悬细胞，接种入25cm2培养 瓶中，置37'C、 5%<:02孵箱中培养，4天时换液去除未贴壁细胞，其后每3天换液1次，待 细胞汇合成单层，用0.125。/。胰蛋白酶/0.0ie/。EDTA消化，传代细胞以l-2xl()S/孔密度接种于6 孔板，培养至第二代备用。
按MOI-300，将Ad-HGF转染第二代兔BMSCs,具体的过程为
(1) 待传代细胞贴壁生长至60-70%融合时，吸去培养液，用PBS洗1次。
(2) 加无血清DMEM培养液，置37。C、 5%<:02孵箱孵育20min。
(3) 按感染复数(MOI"300加入病毒液，置37'C、 5。/。C02孵箱孵育45min后，补加完 全DMEM培养液使体系中血清浓度为5%。
(4 ) 置37""C、 5。/。C02孵箱孵育4h后换为完全DMEM培养液，48h后检测指标。
4、将上述含有转HGF基因骨髓基质干细胞的完全DMEM培养液低速度离心800gX 5min，收集细胞沉淀，PBS洗涤三次并在计数板上计数，以无血清DMEM培养液调整细胞 密度为107个/1111。
本发明骨修复材料的鉴定
1. RT-PCR检测转染后BMSCs的HGF mRNA表达
(1)从培养的BMSCs中提取样本总RNA
① 在25cm2细胞培养瓶(约1 x 106个细胞)中加入400^1 TRK Lysis Buffer裂解细胞；
② 倒置显微镜观察，细胞完全裂解后，吸出细胞裂解液，转入套在2ml收集管上的 Homogenization Spin柱子中，室温14，000g离心lmin;
③ 将收集的滤过液转移至一新的2ml收集管中，加入40(^170%乙醇，涡旋混匀；
将Hi Bind RNA Spin柱子套在2ml收集管中，并将上述溶液(包括沉淀)转移至柱子上， 室温lO，OOOg离心lmin，弃滤过液；
⑤将柱子套回收集管，加入300^1 Wash Buffer I至柱子上，按上述条件离心，弃滤过液； ◎将柱子套回收集管，加DNase酶消化处理；
⑦ 加入500W RNA Wash Buffer I至柱子上，放置5min，室温lO,OOOg离心lmin，弃滤 过液；
⑧ 将柱子套回收集管，加入50(HU RNA Wash Buffer II(已用无水乙醇稀释)，室温10，000g 离心lmin，弃滤过液。重复该步骤1次；
◎将柱子套回收集管，室温10，000g离心lmin;
⑩将柱子转移至新的1.5ml的Eppendorf管中，加入30piDEPC水至柱子的膜中央，放
置lmin，室温lO，OOOg离心lmin;
(2)测定总RNA的纯度和浓度测260mn和280nm值，计算纯度(260nm/280nm)和浓 度(RNA ng/ml= A260x40x稀释倍数)。
(3 ) One-Step RT-PCR扩增HGF基因
① cDNA反应总体系为50^1，取约l吗总RNA为模板，分别加入2xReaction Mix 25pl，
10nM上、下游引物各lpl， RT/PlatinumTaqHiFiMix2nl，补充DEPC水至50pl，轻轻混匀。
② cDNA合成反应条件为55°C 30min, 94°C 2min， 1个循环；
③ PCR扩增反应条件为94。C 15s，6(TC 30s,68'C 1.5min, 35个循环；72。C延伸10min。
取PCR产物5jil经P/。琼脂糖凝胶电泳，20min，溴化乙锭染色后采用凝胶成像系统
照相，剩余产物-2(TC保存备用。
检测结果RT-PCR扩增出2，200bp条带，表明转染后BMSCs有HGF mRNA表达，结 果如图3所示。
2.原位杂交检测到转染后BMSCs的HGF mRNA表达
(1) 消化BMSCs，以1.5xl0V孔的浓度接种于6孔板中，在37。C， 5%C02，饱和湿度 培养箱中培养24h。
(2) 按照前述方法，将Ad-HGF病毒以MO^300转染细胞。
(3) 48h后胰酶消化细胞，计数。以0.5~1.0><105/20(^1的浓度滴加于经紫外照射消毒的 硅化玻片上，置于湿盒中，在37'C、 5。/。C02饱和湿度培养箱中培养过夜。
(4) 取出玻片，0.1M PBS(pH 7.4)洗涤2min x 3次后，置于4"C丙酮中固定30min。蒸 馏水充分洗涤，干燥后置于-2(TC冰箱备用，或直接进行检测。
(5) 30% H202 1份+纯甲醇50份混合，室温处理30min。蒸馏水洗涤3次。
(6) 暴露mRNA片段玻片上滴加3%柠檬酸新鲜稀释的胃蛋白酶(lml3。/。柠檬酸加2 滴浓縮型胃蛋白酶，混匀)，室温消化10s。 0.1MPBS洗涤5minx3次。蒸馏水洗涤1次。
(7) 预杂交湿盒的准备--干的杂交盒底部加20%甘油20ml以保持湿度。按每张切片 20pl加预杂交液。恒温箱38-42'C孵育2"4h。吸取多余液体，不洗。
(8) 杂交按每张玻片20^il杂交液，加在切片上。恒温箱38"42'C杂交过夜。
(9) 杂交后洗涤37。C左右水温的2 x SSC洗涤5minx2次；37'C 0.5xSSC洗涤15minxl 次；37°C 0.2xSSC洗涤15minxl次。
(10) 滴加封闭液37'C 30min。甩去多余液体，不洗。
(11) 滴加生物素化鼠抗地高辛37°C 60min或室温120min，原位杂交用PBS洗涤 5minx4次。(12) 滴加SABC: 37°C 20min或室温30min，原位杂交用PBS洗涤5minx3次。
(13) 滴加生物素化过氧化物酶:20min或室温30min,原位杂交用PBS洗涤5minx3次。
(14) DAB显色使用DAB显色试剂盒--l ml蒸馏水加显色剂A、 B、 C各1滴，混匀， 加至标本上，显微镜下观察至出现明显的特异性染色，充分水洗。
(15) 苏木素复染苏木素染色5min，充分水洗后，1%盐酸-乙醇分化2s，充分水洗， 玻片浸于水中反蓝至适当的程度。
(16) 系列浓度的酒精脱水，二甲苯透明，封片。
(17) 显微镜观察照相。
检测结果Ad-HGF转染的BMSCs胞浆中有棕黄色阳性染色颗粒，表明转染后BMSCs
有HGFmRNA表达，结果如图4所示。 3.免疫组化检测到HGF蛋白的表达
① 消化BMSCs，以1.5xl0V孔的浓度接种于6孔板中，在37。C， 5% C02，饱和湿度培 养箱中培养24h。
② 按照前述方法，将Ad-HGF病毒以MO^300转染细胞。
③ 48h后胰酶消化细胞，计数。以0.5 1.0xl0"200nl的浓度滴加于经紫外照射消毒的硅 化玻片上，置于湿盒中，在37"C， 5y。C02饱和湿度培养箱中培养过夜。
④ 取出玻片，0.1 MPBS(pH7.4)洗涤2minx3次后，置于4'C丙酮中固定30min。蒸馏 水充分洗涤，干燥后置于-201C冰箱备用，或直接进行检测。
每张玻片上滴加适量0.01%胰酶消化细胞5min以暴露抗原，充分水洗。 ◎每张玻片上滴加1滴或50nl过氧化酶阻断溶液，室温下孵育10min， 0.02MPBS冲洗 3minx3次。
⑦ 除去PBS液，每张玻片上滴加l滴或5(Hil封闭液，室温下孵育10min。
⑧ 除去多余的封闭液，每张玻片上滴加1滴或50^1 anti-hHGF单克隆抗体(用 10y。BSA-PBS做1: IOO倍稀释)，4"C过夜。
⑨ 0.02M PBS冲洗5minx3次。除去PBS液，每张玻片上滴加1滴或50jil生物素标记的 第二抗体，室温下孵育10min。 0.02M PBS冲洗3minx3次。
⑩ 除去PBS液，每张玻片上滴加l滴或50nl链霉菌抗生物素-过氧化物酶溶液，室温下 孵育10 min， 0.02M PBS冲洗3minx3次。
(11) 除去PBS液，每张玻片上滴加2滴或lOOpl新鲜配制的DAB溶液(lml双蒸水加显 色剂A、 B、 C各l滴，混匀)，显微镜下观察至出现明显的特异性染色，充分水洗。
(12) 苏木素复染苏木素染色5min，充分水洗后，P/。盐酸-乙醇分化2s，充分水洗，玻片浸于水中反蓝至适当的程度。
(13) 系列浓度的酒精脱水，二甲苯透明，封片。
(14) 显微镜观察照相。
检测结果Ad-HGF转染的BMSCs胞浆中有棕黄色阳性染色颗粒，表明转染后BMSCs 有HGF蛋白表达，结果如图5所示。 4. ELISA检测HGF蛋白的分泌
(1) 将试剂盒平衡至室温(20-25°C)后取出反应板，并于临用前15min配制工作液。
(2) 将浓縮洗涤液(40x)用双蒸水稀释成lx (至1000ml)。
(3) 稀释标准品和待测样品
① 用样品稀释液稀释标准品标准品用lml标准品稀释液复溶，得到16000pg/ml的高 浓度标准品。将之稀释成一组标准品，即8000、 4000、 2000、 1000、 500、 250、 125、 Opg/ml。
② 用样品稀释液稀释待测样品将各个待测样品从-8(TC冰箱中取出，室温融化后分别 用标准品稀释液首先5倍稀释，然后倍比稀释成一组样品。
(4) 加100nl标准品、100fil待测样品于相应反应板孔中。
(5) 轻轻混匀30s，封住板孔，37'C温育60min。
(6) 洗板甩尽板内液体，用洗涤液洗涤反应板(每孔内加入350jil洗涤液)，并去除 水滴(在厚叠吸水纸上拍干)；反复洗涤5次。
(7) 临用前15min配制1 xBiotin:—支Biotine anti HGF加入6ml Biotin稀释液，混匀。 每孔加入100nl lxBiotin。轻轻混匀30s，封住板孔，37。C温育60min。(8) 洗板甩尽板内液体，用洗涤液洗涤反应板(每孔内加入350 nl洗涤液)，并去除 水滴(在厚叠吸水纸上拍干)；反复洗涤5次。
(9) 临用前15rain配制lxHRP: —支HRP加入6m酶联物稀释液，混匀。每孔加入100^1 lxHRP。轻轻混匀30s，封住板孔，37。C温育30min。
(10) 洗板甩尽板内液体，用洗涤液洗涤反应板(每孔内加入35(Hd洗涤液)，并去除 水滴(在厚叠吸水纸上拍干)；反复洗涤5次。
(11) 每孔加入10(HilTMB显色液。轻轻混匀10s， 37'C暗处温育15±10min。
(12) 每孔加入100fU终止液(Stop Solution)。轻轻混匀30s; 30min内在450nrn处读 OD值。
(13) 以OD值为纵坐标，以标准品浓度为横坐标，绘制标准曲线。根据样品的OD值 可在标准曲线上查出其浓度。
检测结果转染后BMSCs表达的HGF蛋白分泌到培养上清中，表达高峰在转染后48h，
表达量为103ng/ml，表达持续至少2周以上，结果如图6所示。
5.流式细胞术检测细胞周期
(1) 取第2代BMSCs，用0.125%胰蛋白酶/0.01% EDTA室温消化后制成单细胞悬液， PBS漂洗3次。
(2) 收集大约"106个细胞，用预冷至4'C的70。/。乙醇固定30min;预冷的PBS漂洗3次。
(3) 50mg/L RNA酶0.3ml 37。C处理30min。
(4) 将细胞悬液移入流式细胞仪专用试管，加入50mg/L的PI 0.4ml，4"C避光染色30min
后上机检测。
检测结果Ad-HGF转染对BMSCs的细胞周期无影响。结果如表1所示，
表l:不同组别细胞周期流式细胞仅分析结宋v"/w vjc:ns，
组别G,期G2期s期
Ad-HGF转染组79.17 ±0.356.33 ±0.0614.57±0.35
未转染组81.00±1.087.28±3.7213.20±0.69
例2
1 、转HGF基因骨髓基质干细胞的制备和纯化方法见制备例1 。
2、将上述含有转HGF基因骨髓基质干细胞的完全DMEM培养液低速度离心800gX 5min，收集细胞沉淀，PBS洗涤三次并在计数板上计数，以无血清RPMI1640培养液调整细 胞密度为1()S个/ml。
例3
1 、转HGF基因骨髓基质干细胞的制备和纯化方法见制备例1 。
2、将上述含有转HGF基因骨髓基质干细胞的完全DMEM培养液低速度离心800gX 5min，收集细胞沉淀，PBS洗涤三次并在计数板上计数，以无血清DMEM培养液调整细胞 密度为5Xl(^个/ml。
效果例
为了说明本发明的应用效果，下面以新西兰大白兔为对象进行效果实验。 1、制作兔早期激素性ANFH模型
采用新西兰大白兔，平均体重3kg，经耳缘静脉注射10ml/kg马血清，间隔二周后，按 5ml/kg连续2天以相同方法注射马血清；2周后，腹腔注射7.5mg/kg醋酸泼尼松龙，每周二 次，共4次，制造兔激素性ANFH模型，于注射激素第5周末进行影像学和病理组织学检査， 确定ANFH分期，选择I、 II期进行治疗。模型组动物随机分2组进行治疗本发明骨修复 材料移植+髓芯减压治疗组、单纯髓芯减压治疗组，每组10只。
2、 实验材料制备例1所述的骨修复材料。
3、 实验方法和结果将I、 II期股骨头坏死的兔麻醉后，在CT引导下行髓芯减压术， 取本发明骨修复材料lOOnl经减压隧道、移植入兔股骨头坏死区，术后4周，采用DR数字 放射成像、MRI、 CT、 CT灌注、动脉墨汁灌注造影、病理切片HE染色、免疫组化等方法对
疗效进行综合评价。
(1) 对兔早期激素性ANFH治疗的DR检査
具体实验过程兔麻醉后采用仰卧位，固定双侧髋关节，摄包括双侧髋关节后前位片。 照射条件75KV， 250mA， 16ms/4mAs。
实验结果如图7所示，正常组股骨头边界清楚，表面光滑，骨骺线清晰；造模组-造模5周时开始出现双侧股骨头密度增高，骺线不清楚，骨纹理不清晰，关节间隙正常，股 骨头无变形；未见股骨头塌陷；治疗组实验动物右侧为本发明骨修复材料移植+髓芯减压 治疗侧，密度稍增高，纹理较清楚；实验动物左侧为单纯髓芯减压侧，股骨头密度明显增高 硬化，纹理不清楚。
(2) 对兔早期激素性ANFH治疗的MRI检査
① 实验兔麻醉方法:将兽用速眠新II注射液1支(l.Sml)与硫酸阿托品注射液1支(lml) 混匀，臀肌注射，首次剂量按体重0.7-0.8ml/kg， 30"40min后半量追加。
② 采用头部正交线圈，将线圈中心定于髋关节位置。扫描序列选用快速自旋回波序列 (fast spin echo，FSE)， 丁2加权像(T2 weighted imaging, T2WI) TR/TE 4500ms/96ms， 1\加权
像weighted imaging, TtWI) TR/TE 550ms/20ms，以及T;jWI脂肪抑制像(FS-T2WI),均 为2次采集，冠状位，层厚3mm，层间隔0.3mm,扫描野(Field of View, FOV) 100xl00mm2。 实验结果如图8所示，正常组正常股骨头双侧对称，FS-T2WI股骨头皮质下高信号 脂肪、髋臼高信号脂肪均明显被抑制呈低信号；造模组关节腔积液增多；FS-T2WI干骺端 高信号，提示骨髓水肿，股骨头松质骨出现小点/线状不均匀高信号影，提示囊变坏死；治疗 组实验动物右侧为本发明骨修复材料移植+髓芯减压治疗侧，左侧为单纯髓芯减压恻，MRI FS-T2WI可见右侧关节腔积液较前减少，股骨头点线状高信号影左侧较右侧明显，提示右侧 骨坏死囊变轻。
(3) 对兔早期激素性ANFH治疗的常规CT检査
① 实验兔麻醉方法:将兽用速眠新II注射液1支(1.51111)与硫酸阿托品注射液1支(lml) 混匀，臀肌注射，首次剂量按体重0.7-0.8ml/kg， 30-40min后半量追加。
② 常规CT扫描实验兔麻醉后仰卧固定于自制木板架上，双髋关节呈外展位，尽量使 双侧髋关节对称。行包括髋关节上下缘的常规横断面扫描，扫描参数电压100 KV，电流
220 mA，探测器组合16x0.625mm,螺距0.625:1(床速5.62mm/r),重建层厚L25mm， FOV 直径9.6cm。
实验结果如图9所示，正常组双侧股骨头对称，关节面清晰，皮质光滑、清晰、完 整，骨质密度正常，骨松质纹理正常，骺线清楚。造模组股骨头点状低密度影，示囊变区， 干骺端密度增高，有骨硬化，股骨头皮质模糊，关节受损，骨皮质变薄、密度减低。双侧股 骨头基本对称。治疗组实验动物右侧为本发明骨修复材料移植+髓芯减压治疗侧，左侧为 单纯髓芯减压侧，右侧股骨头点状低密度影较左侧数量减少，提示右组骨坏死轻。
(4) 对兔早期激素性ANFH治疗的CT灌注检査
根据常规扫描图像，定位选择包括双侧股骨头在内的lcm范围内的层面，进行同层动态 增强扫描。选择轴扫(axial)模式，层厚2.5mmx4, lsl次，间隔ls,电压、电流、FOV同 上。碘海醇注射液4ml(约相当于1.5ml/kg)，用CT压力注射器自耳缘静脉自动推注，注射速 度1.51111/3，注射后延迟Os开始扫描，共扫描45次，产生180帖图像(每次4帖)，监控时间 90s。
实验结果如图10所示，正常组双侧股骨头基本对称，BV较高呈红色；造模组双 侧股骨头基本对称，血容量较正常组明显减少，呈兰色；本发明骨修复材料移植+髓芯减压 治疗组实验动物右侧，血容量接近正常组，BV较高呈红色；单纯髓芯减压治疗组实验动 物左侧，血容量较治疗组少，红色/绿色区增多。
(5) 对兔早期激素性ANFH治疗的墨汁灌注造影
动物麻醉后，静脉注射肝素1万IU，切开腹部，暴露腹主动脉，用带12号针头的聚乙 烯管离心方向插入，生理盐水加压灌洗约3000ml，最后用墨水(上海墨水厂出品214型)和右 旋糖酐(上海富民制药厂)以7: 3的比例混合注入血管约100ml，至双侧下肢皮肤、甲床变 为均匀黑色。尸体放4'C冰箱过夜，第二天取材，置于4%多聚甲醛溶液固定3天； 10%EDTA-PBS缓冲液脱钙(将EDTA溶于0.02M， PH7.4的PBS缓冲液中制成)，每3天更 换脱钙液一次，观察骨标本表面颜色并用物理法测定其脱钙程度，直到满意为止。取材逐级 脱水，二甲苯透明，水杨酸酯钠透明，切成50nm的切片，立体显微镜下观察股骨头形态结 构和血管分布和生长情况。
实验结果如图11所示，正常组血管分布均匀丰富；模型组血管闭塞，血管稀少， 股骨头浅层血管几乎消失；单纯髓芯减压治疗组血管部分恢复，仍有明显栓塞；本发明骨 修复材料移植+髓芯减压治疗组软骨下血管重建，干骺端大血管恢复。
(6) 对兔早期激素性ANFH治疗的病理组织学观察
具体实验过程实验兔以空气注射法处死，剖取双侧股骨头连同干薪端及股骨，肉眼观
察后，置于4%多聚甲醛溶液固定3天；10%EDTA-PBS缓冲液脱钙(将EDTA溶于0.02M， PH7.4的PBS缓冲液中制成)，每3天更换脱钙液一次，观察骨标本表面颜色并用物理法测定 其脱钙程度，直到满意为止。取材逐级脱水，二甲苯透明，石蜡包埋，切片，然后行苏木素-伊红(HE)染色，光镜观察骨膜、软骨组织、骨小梁、造血组织的变化。
实验结果如图12所示，正常组股骨头关节面表面光滑，软骨细胞排列整齐，骨小梁 结构清晰，骨髓造血组织丰富；模型组股骨头关节面不规整，部分软骨细胞坏死脱落，结 构紊乱，骨小梁变细，结构紊乱，骨细胞消失，骨髓中造血组织明显减少或消失。单纯髓芯 减压治疗组造血组织部分恢复，但较为稀少，以脂肪细胞为主，可见空陷窝和血栓；干骺 端成骨细胞增殖旺盛，有新骨生成。本发明骨修复材料移植+髓芯减压治疗组骨小梁排列 基本规则，骨基质量增多；仍可见少量空骨陷窝，骨小梁骨板上可见新生毛细血管，边缘有 大量成骨细胞，骨髓中造血组织基本恢复。
(7)对兔早期激素性ANFH治疗的病理免疫组化观察
实验兔以空气注射法处死，剖取双侧股骨头连同干骺端及股骨，肉眼观察后，置于4% 多聚甲醛溶液固定3天；10%EDTA-PBS缓冲液脱钙(将EDTA溶于0.02M, PH7.4的PBS 缓冲液中制成)，每3天更换脱钙液一次，观察骨标本表面颜色并用物理法测定其脱钙程度， 直到满意为止。取材逐级脱水，二甲苯透明，石蜡包埋，切片。
① 病理切片经二甲苯和系列浓度的乙醇逐级脱蜡后，按前述方法行免疫组化检测VEGF 蛋白的表达。浸于双蒸水中备用。
② 每张玻片上滴加适量0.01%胰酶消化细胞5min以暴露抗原。充分水洗。
③ 每张玻片上滴加1滴或50nl过氧化酶阻断溶液，室温下孵育10min。 0.02MPBS冲洗 3minx3次。
④ 除去PBS液，每张玻片上滴加1滴或5(Hil封闭液，室温下孵育10min。
⑤ 除去多余的封闭液，每张玻片上滴加1滴或anti-hVEGF单克隆抗体(用 10%BSA-PBS做1 : 100倍稀释)。4'C过夜。
⑥ 0.02 M PBS冲洗5 minx3次。除去PBS液，每张玻片上滴加1滴或50^1生物素标记 的第二抗体，室温下孵育10min。 0.02M PBS冲洗3minx3次。
⑦ 除去PBS液，每张玻片上滴加1滴或50nl链霉菌抗生物素-过氧化物酶溶液，室温下 孵育10min。 0.02M PBS冲洗3minx3次。
⑧ 除去PBS液，每张玻片上滴加2滴或l(KHU新鲜配制的DAB溶液(lml蒸馏水加显 色剂A、 B、 C各l滴，混匀)，显微镜下观察至出现明显的特异性染色。充分水洗。
⑨ 苏木素复染苏木素染色5min，充分水洗后，1%盐酸-乙醇分化28，充分水洗。玻片
浸于水中反蓝至适当的程度。
⑩系列浓度的酒精脱水，二甲苯透明，封片。显微镜观察照相。
实验结果如图13所示，正常组软骨细胞和血管内膜上可见淡黄色颗粒，有较低水平 的VEGF表达。模型组血管内膜VEGF表达缺失，骨髓腔中不见破骨细胞，少见成骨细胞。 单纯髓芯减压治疗组血管内皮细胞和骨小梁表面的成骨细胞可见淡染黄色颗粒，VEGF表
达水平较本发明骨修复材料移植+髓芯减压治疗组。本发明骨修复材料移植+髓芯减压治疗
组- VEGF表达上升；成骨细胞成多层粘贴在骨小梁表面，并成批演化为骨细胞；髓腔中骨 小梁之间破骨细胞增多，紧贴于坏死骨小梁的表面，功能活跃；阳性软骨细胞显著上升，软
骨下阳性血管明显增多。
SEQUENCE LISTING
<110>南方医科大学
<120>转HGF基因骨髓基质干细胞在制备骨修复材料中的应用 <160> 2
<170> Patentln version 3.3
<210> 1
<211> 28
<212> DNA <213>人工序列
<400> 1
tagagctcat gtgggtgacc aaactcct 28
<210> 2
<211> 28
<212> DNA <213>人工序列
<400> 2
tagtcgacct atgactgtgg taccttat 28
权利要求
1、转HGF基因骨髓基质干细胞在制备治疗早期股骨头缺血性坏死的骨修复材料中的应用。
2、 一种用于治疗早期股骨头缺血性坏死的骨修复材料，它由转HGF基因骨髓基质干细 胞和培养液组成，其中所述的转HGF基因骨髓基质干细胞的含量是5Xl(^ 10S个/ml，所述 的培养液是无血清DMEM培养液或无血清RPMI 1640培养液。
3、 根据权利要求2所述的骨修复材料，其特征在于所述的转HGF基因骨髓基质干细胞 的含量是l(^个/ml 。
4、 根据权利要求2所述的骨修复材料，其特征在于所述的培养液是无血清DMEM培养液。
全文摘要
本发明提供了转HGF基因骨髓基质干细胞在制备治疗早期股骨头缺血性坏死的骨修复材料中的应用，实现该用途的骨修复材料由转HGF基因骨髓基质干细胞和培养液组成，其中转HGF基因骨髓基质干细胞的含量是5×10⁶～10⁸个/ml，培养液是无血清DMEM培养液或无血清RPMI 1640培养液。本发明用于治疗早期ANFH，是将转基因骨髓基质干细胞经髓芯减压隧道移植到股骨头坏死区，在减压的过程中，移植细胞分泌的HGF诱导局部新血管生成和侧枝循环建立，改善股骨头血供；同时，BMSCs在局部微环境诱导下向成骨细胞分化，修复坏死区骨质。
文档编号A61P19/08GK101112391SQ20071002841
公开日2008年1月30日 申请日期2007年6月5日 优先权日2007年6月5日
发明者骊 马 申请人:南方医科大学