继续搅拌20min后结束反应，即得到金纳米粒子溶液，置于冰箱4°C条件下保存。
[0036]利用激光粒度分布仪测得本实施方式方法所制备的金纳米粒子的粒径分布见图5。由图5可知，IX桔子果汁的制备体系中的金纳米粒子的粒径分布也呈现正态分布，平均粒径为11.8±0.5nm，主要分布在9_12nm范围内。相比于同比例的橙子果汁所制备的金纳米粒子粒径偏大。
[0037]【具体实施方式】五:本实施方式与【具体实施方式】四不同的是:步骤一中将上清液用去离子水稀释5倍。其它步骤和参数与【具体实施方式】四相同。
[0038]【具体实施方式】六:本实施方式与【具体实施方式】四不同的是:步骤一中将上清液用去离子水稀释10倍。其它步骤和参数与【具体实施方式】四相同。
[0039]将【具体实施方式】四方法步骤四中获得上清液分别稀释1X、5X、10X、15X和20X制备金纳米粒子，所述金纳米粒子的紫外-可见光吸收光谱如图4所示，由图4可知，桔子果汁所制备的金纳米粒子的紫外-可见吸收光谱与橙子果汁所制备的金纳米粒子的基本一致。1X、5X和1X果汁所制备的金纳米粒子吸收峰在540nm左右，相比于橙子果汁所制备的金纳米粒子粒径偏大了一些。IX果汁的制备体系的金纳米粒子的含量相比于同浓度的橙子果汁所制备的降低了一下，吸收峰值只有0.32左右，说明桔子果汁相比于橙子果汁制备金纳米粒子的性能较差。
[0040]【具体实施方式】七:本实施方式以柠檬为原料绿色合成金纳米粒子，具体方法是按下述步骤进行的:步骤一、取柠檬I个，洗净晾干，水果榨汁机榨汁，将果汁于4000r/min条件下，离心3min ;取上清液，收集上清液，取1mL用去离子水稀释I倍，得到果汁溶液。
[0041]步骤二、室温条件下，将1mL氯金酸溶液(1%，W/V)置于反应皿中，磁力搅拌器剧烈搅动2min后，迅速加入步骤一获得的果汁溶液，随即出现颜色的变化，出现酒红色继续搅拌20min后结束反应，即得到金纳米粒子溶液，置于冰箱4°C条件下保存。
[0042]【具体实施方式】八:本实施方式与【具体实施方式】七不同的是:步骤一中将上清液用去离子水稀释5倍。其它步骤和参数与【具体实施方式】七相同。
[0043]【具体实施方式】九:本实施方式与【具体实施方式】七不同的是:步骤一中将上清液用去离子水稀释10倍。其它步骤和参数与【具体实施方式】七相同。
[0044]将【具体实施方式】七方法步骤一中获得上清液分别稀释1X、5X、10X、15X和20X制备金纳米粒子，所述金纳米粒子的紫外-可见光吸收光谱如图6所示。结果表明，柠檬果汁所制备的金纳米粒子的整体分布于橙子和桔子基本一样。1X、5X和1X果汁所制备的金纳米粒子吸收峰在530nm左右，其中IX果汁的制备体系中金纳米粒子的含量最高，吸收峰值达到了 0.47，略高于同比例橙子和桔子的制备体系。挑选IX柠檬果汁的制备体系进行催化活性试验。从图7中可知，IX柠檬果汁的制备体系中，金纳米粒子的平均粒径为6.8±0.3nm，粒径主要分布在5_8nm范围内。
[0045]采用下述实验验证发明效果:
[0046]一、稳定性研究
[0047]对【具体实施方式】一、四和七所制备的金纳米粒子进行稳定性研究，分别选取0h、12h、24h、48h和120h时间间隔的反应液，加入到比色皿中，置于紫外-可见光分光光度计中，扫描金纳米粒子的吸收光谱，比较分析光谱的变化，进而评估稳定性；结果如图8-10所不O
[0048]由图8可知，在常温条件下(25°C )，橙子果汁所制备的金纳米粒子的吸收峰峰值伴随着时间间隔的延长逐渐下降，初始峰值为0.63，经过12h后峰值下降为0.57，24h小时后下降为0.56，120h后下降为0.48 ;说明5天后金纳米粒子保持着较好的活性，活性依然维持在76%左右，可以应用于生产实践。
[0049]桔子果汁所制备的金纳米粒子的稳定性结果见图9。在放置12h和24h后，体系的吸收峰值下降幅度基本一致，说明在一定时间间隔内，桔子果汁能维系较好的稳定性。在120h后，体系的活性维持在47%，稳定性与橙子果汁所制备的金纳米粒子相比差了很多。
[0050]从图10可知，柠檬果汁所制备的金纳米粒子在120h后，活性维持在69%，活性较尚O
[0051]综上所述，三种水果果汁所制备的金纳米粒子稳定性由强到弱次序为:橙子 > 柠檬 > 桔子，其中橙子和梓檬所制备的金纳米粒子的稳定性在5d后的活性维持率在60%以上，具有良好的应用前景。
[0052]二、催化活性研究
[0053]向25mL的对硝基苯酚溶液(2.5X10 4M)中，分别依次加入不同剂量的3种果汁所制备的金纳米粒子(0、l、2、3、4、5mL，体系差值用去离子水补齐)和ImL新鲜配制的NaBH4 (0.25M)。置于紫外_可见光分光光度计中，扫描反应体系的吸收光谱，观察400nm波长处的吸收峰变化。
[0054]采用催化对硝基苯酚加氢作为评估不同水果的果汁制备的金纳米粒子催化活性的探针反应。在正常的反应体系中加入金纳米粒子后，加氢反应明显加剧，体系中的对硝基苯酚变为对氨基苯酚，使得原本在波长400nm处的紫外吸收峰的峰值下降。由图11可知，伴随着橙子果汁所制备的金纳米粒子数量的增加，催化反应的进程发生了明显的变化。当加入ImL的金纳米粒子溶胶时，反应程度与没加金纳米粒子的体系中所剩的对硝基苯酚的数量基本一致；当加入2mL金溶胶时，催化反应开始出现明显变化，波长400nm处的吸收峰值出现较大的下降；当所加的金溶胶为4mL时，在波长400nm处也看不到明显的吸收峰，说明反应在金纳米粒子的催化下已经彻底完成。从图12可知，桔子果汁所制备的金纳米粒子也具有明显的催化活性，当加入ImL时，催化反应就有出现明显的变化，对硝基苯酚吸收峰值由0.88下降到0.8 ;但是，当金溶胶加入到5mL时，波长400nm处仍有吸收峰，说明反应没有催化完全，活性仍不及橙子果汁所制备的金纳米粒子。柠檬果汁所制备的金纳米粒子的催化活性见图13，当加入的金溶胶为4mL时，吸收峰值就已经消失，说明反应已进行完全，添加的金纳米粒子具有良好的催化活性。综上所述，橙子和柠檬所制备的金纳米粒子的催化活性比桔子果汁制备的要好一些，可能与粒径大小有关。
[0055]三、金纳米粒子检测有机磷农药残留研究
[0056]乙酰胆碱酯酶能够特异性的催化底物碘化硫代乙酰胆碱(ATChI)水解为硫代乙酰胆碱与醋酸，硫代乙酰胆碱的电荷和S键都能够引起表面带有负电荷的金纳米粒子的聚集，从而引起整个体系颜色的变化(理论上是由红色到蓝色)。然而，当体系中存在有机磷农药的时候，乙酰胆碱酯酶的活性受到抑制而无法催化底物的水解反应，进入阻碍了金纳米粒子的聚集程度。农药浓度的不同，使得乙酰胆碱酯酶受抑制的程度不同，最终体系的颜色也就不同，根据此原理构建以金纳米粒子比色探针为依托的农药残留快速检测体系。
[0057]首先选择碘化硫代乙酰胆碱(ATChI)作为反应底物，采用去离子水配置1mM的ATChI溶液100mL。向5mLATChI溶液中加入18mg硝酸银粉末，充分振荡10s，竖直静置Imin后离心去沉淀，取上清液(此步骤用于去除I离子，因为碘离子能干扰农药测定结果)。再向上清液中加入Img氯化钠，充分振荡10s，竖直静置Imin后离心去沉淀，取上清液(此步骤用于去除多余的Ag离子)。此时上清液中含有ATCh+,可用于接下来的比色反应。
[0058]分别向5mL离心管中加入3mL的无菌水，0.1mL ATCh+溶液、0.1mL不含酶的缓冲液充分反应1min后加入0.5mL金溶胶原液，记录颜色变化(样品I)。
[0059]分别向5mL离心管中加入3mL的无菌水，0.1mL的ATCh+溶液和0.1mL的乙酰胆碱酯酶缓冲液(2U/mL)充分反应1min后，加入0.5mL金溶胶原液，记录颜色变化(样品2)。
[0060]分别向5mL离心管中加入ImL的无菌水，2mL甲硫磷溶液液(0.01mg/mL)和0.1mL乙酰胆碱酯酶缓冲液(2U/mL)充分反应1min后，再加入0.1mL ATCh+溶液。待1min后，加入0.5mL金溶胶原液，记录颜色变化(样品3)。
[0061]分别向5mL离心管中加入ImL的无菌水，2mL磷钱工作液(0.0lmg/mL)和0.1mL乙酰胆碱酯酶缓冲液(2U/mL)充分反应1min后，再加入0.1mL ATCh+溶液。待1min后，加入0.5mL金溶胶原液，记录颜色变化(样品4)。
[0062]向离心管中分别加入2.5mL的无菌水，5mL不同浓度的磷胺溶液(0、0.1X10 \0.5X10 4、1.0X10 4、2.5X10 4、5.0X10 4、10X10 4、25X10 \50X 10 4和 100X 10 4mg/mL)和0.5mL乙酰胆碱酯酶缓冲液(2U/mL)充分反应1min后，再加入0.5mL ATCh+溶液。待1min后，加入2mL金溶胶原液后记录各个浓度反应液颜色变化。采用紫外_可见光分光光度计扫描不同比色体系的吸收光谱的变化。
[0063]本实验中，乙酰胆碱酯酶能够特异性的催化底物碘化硫代乙酰胆碱(ATChI)水解为硫代乙酰胆碱与醋酸。当体系中特异性的去掉碘离子之后(部分研究认为碘离子能够与农药结合干扰检测体系)，底物表面丰富的正电荷能够引起表面带有负电荷的金纳米粒子的聚集，出现等离子体共振现象，从而引起整